WPI-Blog

WPI’s NanoFil™ ist ein gasdichtes Mikroliter-Injektionssystem für die Forschung an Kleintieren, das Nadeln bis zu einer Stärke von 36 Gauge unterstützt. Sein ultra-niedriges Totvolumen ermöglicht direkte Sub-Mikroliter-Injektionen ohne Öl-Rückfüllung, und eine patentierte Silikondichtung erlaubt einen schnellen Nadelwechsel mit minimalem Probenverlust. Kompatibel mit GC/CE-Kapillaren und verschiedenen Schläuchen, bietet es stumpfe und einzigartige 25°-tri-surface abgeschrägte Nadeln (26–36G), die Gewebeschäden reduzieren und die Haltbarkeit verbessern. Das System wird häufig für präzise Gewebeinjektionen, einschließlich ophthalmologischer Anwendungen, verwendet und wird durch Anwendungskits und begutachtete Studien unterstützt.

In jedem Labor ist es fast genauso wichtig, über wichtige Labormaterialien zu verfügen wie über die Hauptgeräte. Die Wahl eines seriösen Lieferanten für diese notwendigen Materialien ist ebenso wichtig wie die Verfügbarkeit hochwertiger Labormaterialien, wenn Sie sie benötigen. WPI möchte Ihr Partner in der frühen Wirkstoffforschung sein und führt eine große Auswahl an Labormaterialien, von denen viele noch am selben Werktag versendet werden können. Eine Vielzahl von Labormaterialien vorrätig zu haben, macht uns zu einem verlässlichen Forschungspartner. Hier sind einige der beliebten Materialien, die wir vorrätig halten, um Ihre Bedürfnisse für Ihr bevorstehendes Experiment zu erfüllen.

In-vitro-Modelle verwenden zwei gängige Methoden, um Veränderungen der Integrität der endothelialen Barriere zu quantifizieren: transepitheliale/transeendotheliale elektrische Widerstandsmessung (TEER) und Permeabilität von Tracermolekülen.1 TEER ist eine nicht-invasive Methode, die Veränderungen der elektrischen Leitfähigkeit misst, um Konfluenz und Barriereintegrität zu bestimmen. Die Permeabilität von Tracermolekülen nutzt Moleküle mit definierten Molekulargewichten, um die Ausschlusskapazität von Zellbarrieren zu messen (z. B. 4 kDa FITC-Dextran oder FD4).1 Mit dem EVOM™ Manual (EVOM-MT-03-01) in Kombination mit der EndOhm TEER-Elektrode und permeablen Zellkulturträgern beschreibt diese Anwendungshinweis, wie die Integrität der endothelialen Barriere nach Zytokinbehandlung nicht-invasiv bewertet werden kann, und bietet eine Methode zur Identifizierung vasoaktiver Verbindungen, die potenziell vaskuläre Schäden verursachen können. Studien zur Permeabilität von Tracermolekülen werden mit der TEER-Bewertung kombiniert, um die durch die Behandlung induzierten Auswirkungen sowohl auf interzelluläre Verbindungen als auch auf den parazellulären Transport zu erläutern (Abb. 1).

Im Prozess des „Zellzyklus“ wachsen Zellen und teilen sich in zwei genetisch identische Tochterzellen. Er wird durch einen komplexen Signalweg reguliert, der die Zellhomöostase durch Steuerung der Zellteilung und DNA-Verdopplung aufrechterhält1. Andererseits werden Anti-Mitose-Medikamente eingesetzt, um das abnormale Wachstum von Krebszellen zu unterdrücken, da Krebszellen unkontrolliert und unbegrenzt außerhalb des Zellzyklus wachsen und sich teilen2. Insbesondere ist Nocodazol als ein repräsentatives Anti-Mitose-Medikament für die Krebsbehandlung bekannt und zeichnet sich dadurch aus, dass es die Dynamik der Mikrotubuli während der zytoplasmatischen und nuklearen Teilung stört3,4.

Zytotoxizität bezieht sich auf das Ausmaß der Schädigung von Zellen, verursacht durch chemische Substanzen oder physikalische Faktoren. Die Messung mittels Zytotoxizitäts-Assay ist entscheidend für die Arzneimittelentwicklung und biologische Forschung. Zellen durchlaufen komplexe Signalwege, die verschiedene Zellsterbeprozesse wie Apoptose, Nekrose und Nekroptose auslösen. Die meisten Zytotoxizitäts-Assays werden jedoch am Endpunkt gemessen, was es schwierig macht, die dynamische Reaktion der Zellen auf Medikamente zu untersuchen.

Da weiße Blutkörperchen, die für die Immunfunktion verantwortlich sind, Suspensionzellen sind, die entlang der Blutgefäße wandern, verwenden immunologische Studien häufig verschiedene Suspensionzelllinien, die von weißen Blutkörperchen stammen. Im Umgang mit Suspensionzellen, im Gegensatz zu adhärenten Zellen, führt eine leichte Bewegung einer Platte beim Positionieren unter dem Mikroskop dazu, dass die Zellen schweben. Abgesehen von den Problemen, die durch Temperatur- und CO2-Instabilität verursacht werden, ist es tatsächlich nicht möglich, ein herkömmliches Mikroskop zur Echtzeitüberwachung der Zellen zu verwenden. Daher ist für eine stabile Überwachung von Suspensionzellen ein Live-Cell-Imaging-Gerät wie das Celloger® Mini Plus, das innerhalb eines Inkubators arbeitet, unerlässlich1. Darüber hinaus bewegt bei Celloger® Mini Plus die Kamera im System, um Bilder der Zellen an mehreren Positionen aufzunehmen und die Zellprobe in einem stabilen Zustand zu halten, anstatt eine bewegliche Bühne mit einer darauf befindlichen Platte zu verwenden. Als die Suspensionzellen sowohl mit Celloger® Mini Plus als auch mit einem Mikroskop überwacht wurden, war die Bildgebung mit Celloger® Mini Plus stabiler im Vergleich zur Verwendung eines Mikroskops, bei dem mehrere Zellen unscharf waren (Abbildung 1).