WPI-Blog

Coverslip thickness is one of the most overlooked variables in fluorescence microscopy, and one of the most consequential. High-NA objectives are optically corrected for imaging through exactly 170 µm of borosilicate glass. When the substrate deviates from that specification in thickness or refractive index, spherical aberration reduces resolution, degrades signal, and shifts the focal plane. Plastic dishes fail this specification on both counts and cannot be corrected with adjustment collars. This article explains the optical engineering behind the 0.17mm standard, the consequences of deviating from it, and why glass bottom dishes are the only substrate that meets it fully.

Disposable scalpels are essential precision tools used in surgical, histology, and laboratory environments where accuracy, sterility, and reproducibility are critical. Selecting the correct blade type directly impacts cutting performance, tissue integrity, and experimental outcomes. Common blade types include the #10 for broad incisions, the #11 for puncture and entry cuts, and the #15 for fine, controlled dissection. This guide helps users understand how blade geometry affects cutting behavior and how to match scalpel selection to specific research workflows. Proper technique, including controlled cutting and single-use adherence, improves consistency and reduces contamination risk in sensitive biological applications across modern laboratory settings.

Kunststoff-Zellkulturschalen sind eine häufige, aber oft übersehene Ursache für Probleme bei der Fluoreszenzbildgebung. Polystyrol bringt zwei sich verstärkende Probleme mit sich: optische Verzerrungen durch Inkonsistenzen im Brechungsindex und Autofluoreszenz des Materials selbst. Diese beeinträchtigen die Bildklarheit, verringern das Signal-Rausch-Verhältnis und erschweren quantitative Messungen. Diese Probleme sind besonders schädlich bei Reporter-Assays mit geringer Expression, multiplexen Panels und Live-Cell-Zeitraffer-Experimenten. Dieser Artikel erklärt die wissenschaftlichen Hintergründe beider Mechanismen, zeigt auf, welche Arbeitsabläufe am anfälligsten sind, und bietet eine praktische Checkliste zur Fehlerbehebung, um zu bestätigen, ob Ihre Schale die Ursache des Problems ist.

Skalpellverletzungen in Forschungs- und Lehrlaboren sind oft durch richtige Handhabung von scharfen Instrumenten und die Wahl geeigneter Instrumente vermeidbar. Dieser Artikel untersucht die häufigsten Ursachen für Skalpellverletzungen im Labor, darunter Klingenwechsel, unsachgemäße Entsorgung und unsicheres Weiterreichen von Instrumenten. Er erklärt, wie Einweg- und Sicherheits-Skalpelle dazu beitragen, die Exposition gegenüber scharfen Gegenständen zu verringern und gleichzeitig die Arbeitsabläufe in Bildungs- und Forschungseinrichtungen zu verbessern. Der Leitfaden behandelt außerdem bewährte Verfahren für den sicheren Umgang mit Skalpellen, die Einhaltung von Entsorgungsvorschriften für scharfe Gegenstände, Sicherheitsprotokolle im Lehrlabor sowie Strategien zur Verletzungsprävention für Studierende, Lehrkräfte, Laborleiter und Forschungspersonal.

Die richtige Lagerung und Handhabung von Petrischalen ist ein einfacher, aber entscheidender Bestandteil zur Aufrechterhaltung der Sterilität, der Oberflächenintegrität und reproduzierbarer Ergebnisse in jedem Forschungslabor. Staub, Feuchtigkeit, Kratzer oder vorzeitiges Öffnen können Kulturen lange vor dem Erreichen des Inkubators oder Mikroskops beeinträchtigen. Egal, ob Sie Standardkulturschalen, ECM-beschichtete Formate oder fortschrittliche Schalen mit Glasboden für die Bildgebung verwenden – die Beachtung einiger wichtiger Best Practices schützt Ihre Proben und sorgt für eine gleichbleibende Leistung. Dieser Leitfaden erläutert die wichtigsten Tipps zur Lagerung von Petrischalen aller Art, mit Hinweisen für beschichtete und Glasbodenformate, die besondere Pflege erfordern.

In der universitären Kleintierforschung beeinflusst chirurgische Präzision direkt sowohl die Zuverlässigkeit der Daten als auch das Tierwohl. Hämostatische Klemmen sind unverzichtbare Instrumente zur Blutstillung und Minimierung von Gewebetrauma. Von feinen Moskitoklemmen für die Mikrochirurgie bis hin zu robusten Rochester-Carmalt-Klemmen für größere Gefäße – die Wahl des richtigen Instruments und dessen korrekte Anwendung können Ihre Operationsergebnisse erheblich verbessern.

Doch selbst erfahrene Laborteams können schlechte Gewohnheiten entwickeln. Hier sind die häufigsten Fehler, die Sie vermeiden sollten, sowie Hinweise zur Auswahl der besten hämostatischen Klemmen für Ihre Protokolle.

Forschungsinstitute an Universitäten stehen vor besonderen Herausforderungen beim richtigen Umgang mit Instrumenten, insbesondere aufgrund des ständigen Wechsels von Studierenden, Postdocs und Gastforschern. Unsachgemäßer Umgang kann Forschungsprojekte gefährden, begrenzte Mittel verschwenden und die Sicherheit der Studierenden beeinträchtigen.

Nicht alle Säugetierzelltypen lassen sich einfach in Kulturen züchten und erhalten. Einige Zelltypen, z. B. NIH 3T3-Zellen, haften leicht an Zellkulturplastik und haben eine schnelle Verdopplungszeit. Andere Zelltypen, z. B. Neuronen, sind relativ schwierig in Kulturen zu züchten, da diese Zellen dazu neigen, schlecht an unbehandelten Oberflächen zu haften und eine langsamere Verdopplungszeit haben. Diese Neuronen sind hochsensible, anheftungsabhängige Zellen und benötigen oft mehr als eine Standardkulturfläche, um zu überleben, sich anzulagern und gesunde sowie normale strukturelle Ausläufer zu entwickeln. Deshalb verlassen sich viele Neurowissenschaftler auf Poly-D-Lysin (PDL), eine synthetische Beschichtung, die eine stabile, langfristige Unterstützung für diese neuronalen Zellen bietet.

PDL erzeugt eine positiv geladene Oberfläche, die eine robuste Haftung von Zellen mit geringer natürlicher Affinität zu Glas oder Plastik fördert. Im Gegensatz zu seinem nahen Verwandten Poly-L-Lysin (PLL),