Häufig gestellte Fragen

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Nein. Wir erhalten den TEER-Wert, indem wir den Roh-/gemessenen Widerstandswert auf einem epithelialen Voltmeter (wie z. B. EVOM2) mit der Zellwachstumsfläche multiplizieren (z. B. Fläche einer auf einem Zellkultur-Inserts gewachsenen Zellmonolage).

Zum Beispiel, wenn Sie Zellen auf einem Zellkultur-Insert mit einer Fläche von 0,5 cm^2 züchten.

Die Widerstandsanzeige auf einem epithelialen Voltmeter (z. B. EVOM2) zeigt einen Wert von 300 Ω.

TEER = 300 Ω × 0,5 cm^2 = 150 Ω-cm^2

Die EndOhm ist eine Kammer, die für das EVOM2 entwickelt wurde, in die Sie eine herausnehmbare Vertiefung einsetzen, um die Widerstandsmessungen durchzuführen. Diese Kammer verfügt über Elektroden in festen Positionen, und die Positionierung sowie die Stabilität der Elektroden haben einen großen Einfluss auf die Messung des Gewebewiderstands.

Das EVOM2 basiert auf dem Prinzip, dass, sobald Sie das messen, was wir als „Blanko“ bezeichnen, diese erste Widerstandsmessung die Summe aus Elektrodenwiderstand, Elektrodenabstand und dem Widerstand aufgrund des Volumens und der Molarität des flüssigen Mediums enthält. (Jegliche Ladungsunterschiede der Elektrode werden durch die Messmethode des EVOM2, die Polarität umzukehren und die Ergebnisse zu mitteln, ausgeglichen.) Die aufeinanderfolgenden periodischen Messungen des Brunnens stellen das Wachstum der Membran durch eine Widerstandsmessung dar, und sobald dieser Widerstandsverlauf ein Plateau erreicht hat, können wir sagen, dass die Membran konfluente ist. Das EVOM2-System funktioniert ähnlich wie ein Voltage-Clamp-Verstärker und Ussing-System, jedoch ohne die spezielle Ussing-Kammer. Das EVOM2-System ist nicht so genau wie ein Ussing-System, aber der Zweck des EVOM2-Systems ist es, festzustellen, ob eine Membran konfluente ist, und keine detaillierte Analyse durchzuführen. (Eine gewisse Analyse der Membranpermeabilität kann mit dem EVOM2-System durchgeführt werden, jedoch als prozentuale Veränderung und nicht als absoluter Wert.)

Der EVOM2 erkennt vor allem Pinholes und Hohlräume in der Membran, da der elektrische Strom den Weg mit dem geringsten Widerstand sucht. Die STX2-Elektroden für den allgemeinen Gebrauch können sich biegen und den Abstand zwischen den Elektroden verändern, und auch das Nicht-Festhalten in einem Well kann zu erheblichen Widerstandsfehlern führen. Andererseits sind die EndOhm-Elektroden fest positioniert. Bei richtiger Pflege und Vorbehandlung im Medium liefern sie die stabilsten, reproduzierbarsten und zuverlässigsten Widerstandsmessungen. Die zusätzlichen zentrierten konzentrischen Elektroden sorgen außerdem dafür, dass die gesamte Membranfläche dem elektrischen Stromfluss ausgesetzt ist, sodass es keine Schattenbereiche durch eine Randplatzierung gibt, wie es bei den STX2-Elektroden der Fall sein kann. (Es sollte beachtet werden, dass der erwartete Baseline-TEER-Wert des Gewebes, wenn er einen niedrigen Widerstandswert aufweist, die Messung bei großflächigen Membranen erschweren kann. Zum Beispiel: Wenn der TEER-Wert 200Ω-cm² beträgt, ist der Wert in einem 12-mm-Well für dieselbe konfluente Messung um den Faktor 1,13 geringer (176,9Ω). Dasselbe 200Ω-Gewebe in einem 24-mm-Durchmesser-Well ist um den Faktor 4,52 geringer oder 44,2Ω. Wenn dieser Widerstandswert unter etwa 100Ω fällt, beobachten wir eine größere Instabilität der Elektroden, und die Messwerte können variieren. Wir haben festgestellt, dass die „Reinigung“ und Vorbehandlung der Elektroden für stabile Messwerte unerlässlich sind.)

Die Elektrodenreinigung besteht aus der regelmäßigen Anwendung eines enzymatischen Reinigers (Enzol, Tergazyme) und/oder einem Einweichen in unparfümiertem Haushaltsbleichmittel (3 % NaClO). Das Bleichmittel dient dazu, Ag-Oberflächen in AgCl umzuwandeln und angesammelte Proteine aufzulösen. Beide Effekte führen zu einer Instabilität der Elektrode. Der enzymatische Reiniger ist ein sicheres Mittel, um Rückstände von den Elektroden zu entfernen, die durch Medienbestandteile wie DMEM abgelagert wurden. Wenn sich diese Rückstände ansammeln, steigt der Widerstandswert und kann ebenfalls instabil werden.

Die Elektrodenvorbehandlung besteht darin, die Elektroden für eine bestimmte Zeit in das Messmedium einzutauchen, damit fremde Flüssigkeiten aus den durchlässigen Pellets austreten können. Alkohol wird häufig verwendet, um diese Elektroden zu sterilisieren, und der Alkohol dringt in sie ein und wirkt als hoher Widerstand gegen den elektrischen Stromfluss. Während der Alkohol langsam mit dem salzbasierenden Medium im Inneren der Elektrode ausgetauscht wird, zeigen die Widerstandsmesswerte einen abwärts driftenden Verlauf.

Der Lab-Trax-4 ist ein leiser, 12-Bit, vierkanaliger Analog-Digital-Datenschreiber mit Abtastraten von bis zu 10.000 Proben pro Sekunde oder 2500 s/S für alle vier Kanäle. Dieses Gerät wird direkt über den USB2-Anschluss mit Strom versorgt und kann als tragbares Gerät auf einem Laptop im Feld verwendet werden. Die Hardware verfügt über vier digitale Eingänge und bei Bedarf vier digitale Ausgänge. Die LabScribe3-Software ist benutzerfreundlich und wird regelmäßig aktualisiert, um den neuesten Anforderungen gerecht zu werden. Da Microsoft weiterhin neuere Betriebssysteme veröffentlicht, wird die Hardware auch von neueren Versionen von LabScribe unterstützt. Sie wird jetzt auch auf Mac- und Linux-basierten Computern unterstützt. Wenn Sie ein STX2 für diese Messungen verwenden, benötigen Sie möglicherweise eine zusätzliche Hand, um Texteingaben vorzunehmen. Wenn Sie Ihren Text vor der Messung in das Feld „Marks“ eingeben, müssen Sie nur die Eingabetaste drücken, um die Markierung zu setzen, sobald Ihre TEER-Messung stabil ist. Wenn Sie ein STX100 verwenden, haben Sie die Hände frei, um Notizen zu machen.

Dieser Text wurde verfasst, um Probleme mit dem STX2 zu behandeln, gilt aber auch für das EndOhm. Folgende Faktoren können den Widerstandswert verändern: • Abstand zwischen den Elektroden. Spreizen oder komprimieren Sie den Elektrodenabstand der STX2-Elektrode nicht. • Elektrodenwiderstand. Halten Sie die Elektroden sauber und gepflegt. • Eintauchtiefe der Elektroden. Tauchen Sie die Elektroden immer mindestens 2 mm ein. • Elektroden in der Nähe der Kunststoffwände. Versuchen Sie, die Elektroden möglichst von den Plattenwänden fernzuhalten. • Elektrodenplatzierung. Wenn Sie normalerweise das längere Bein der Elektrode auf der Bodenplatte ablegen, wiederholen Sie diese Platzierung für Konsistenz. • Flüssigkeitswiderstand. Lassen Sie das Medium nicht verdunsten und verdünnen Sie es nicht. • Flüssigkeitsstand. Versuchen Sie, bei jeder Messung das gleiche Flüssigkeitsvolumen beizubehalten. Kleine Schwankungen können in einem kleinen Einsatz große Auswirkungen haben. Übermäßige Bewegung. Versuchen Sie, die Elektroden ruhig zu halten. In manchen Fällen kann ein mechanischer Elektrodenhalter verwendet werden. • Waschen/Medienwechsel kann zu einer Beschädigung der Membran des Zellkultur-Inserts führen. Der Flüssigkeitswechsel sollte vorsichtig entlang der Wand des Inserts erfolgen. Eine kleine Lücke, in der das Gewebe/die Zellschicht von der Membran des Zellkultur-Inserts abgehoben ist, kann einen klaren Weg für das EVOM2 öffnen, um einen niedrigeren Widerstand zu messen. Der Strom fließt durch diese Lücke, anstatt durch die Membran mit der Zellmonolage, da Elektrizität den Weg des geringsten Widerstands nimmt. In solchen Fällen bemerken Sie einen drastischen Abfall des Widerstands. Wenn Sie einen so großen Widerstandsabfall feststellen, empfehlen wir, Ihre Probe (z. B. Zellmonolage auf einem Zellkultur-Insert) unter dem Mikroskop zu überprüfen, um zu sehen, ob die Filtermembran beschädigt ist oder eine große leere Stelle auf dem Filter vorhanden ist, die darauf hinweist, dass eine Zellgruppe sich gelöst hat. Mehrere Messungen im selben Brunnen (3-5 Mal) durchzuführen und den Durchschnitt zu berechnen, kann helfen, die Variabilität zu verringern.

• Die Temperatur ist bekannt dafür, die TEER-Werte zu beeinflussen. Wir empfehlen, eine konstante Temperatur beizubehalten, um konsistente Werte zu erhalten. Da die Messungen in Zellkulturmedien/Puffer durchgeführt werden, empfehlen wir die Verwendung eines Wasserbads mit fester Temperatur, um das während des Experiments verwendete Medium/Puffer zu erwärmen. Eine konstante Medium-/Puffertemperatur gewährleistet konstante Versuchsbedingungen. Wir empfehlen, die Wellplatte mit den auf Kultur-Inserts gewachsenen Zellen mindestens 20 Minuten vor der Messung aus dem Inkubator zu nehmen, damit sich die Wellplatte auf Raumtemperatur stabilisieren kann. • Wenn Sie eine EndOhm-Kammer verwenden, stellen Sie sicher, dass der gleiche feste Abstand zwischen den oberen und unteren Elektroden eingehalten wird, um konsistente Messergebnisse zu erzielen. Wenn Sie eine Stäbchenelektrode (STX2) verwenden, halten Sie diese während der Messung möglichst senkrecht. Die konsequente Einhaltung der gleichen Halteposition der Stäbchenelektroden während des Experiments führt zu konsistenten Messergebnissen. • Wir empfehlen, auf der apikalen Seite (z. B. oben auf einem Zellkultur-Insert) und der basolateralen Seite (z. B. unterer Teil des Zellkultur-Inserts, das in einer Vertiefung einer 12-Well-Platte sitzt) dieselbe Flüssigkeit mit derselben Ionen-Konzentration zu verwenden. Wenn Sie während der Messung 1X PBS-Puffer auf der apikalen Seite verwenden, empfehlen wir auch 1X PBS-Puffer auf der basolateralen Seite. Außerdem empfehlen wir, dass die Flüssigkeitsstände (innerhalb und außerhalb der Zellkultur-Inserts) auf gleicher Höhe sind, um Druckunterschiede zu minimieren. Während der Experimente wird die apikale Vertiefung/Seite zuerst mit Flüssigkeit gefüllt, um ein Ablösen der Membran vom Filter durch hydrostatischen Druck zu verhindern. • Die Anwendung konsistenter Flüssigkeitsvolumina (Medium/Puffer) während aller Experimente reduziert die Datenvariabilität.

Ja. Einfach ausgedrückt, stellen Elektroden (z. B. EndOhm/ STX2) die elektrische Verbindung über Flüssigkeit (Zellkulturmedium/Puffer) her. Wenn sich keine Flüssigkeit auf der Oberseite des Zellkultur-Inserts befindet, wird die elektrische Verbindung unterbrochen. Da diese Zellen jedoch ohne Medium auf der apikalen Seite kultiviert werden, empfehlen wir, die Exposition gegenüber apikaler Flüssigkeit so kurz wie möglich zu halten. Es ist sicher anzunehmen, dass eine Exposition von etwa 5 Minuten gegenüber apikalem Medium/Puffer die Zellen nicht beeinträchtigt. Wir empfehlen, ein Pilotexperiment durchzuführen, um die Dauer zu bestimmen, die Ihre Zellen apikale Flüssigkeit tolerieren können. Wie bereits erwähnt, empfehlen wir, auf beiden Seiten – apikal und basolateral – dieselbe Flüssigkeit mit derselben Ionen-Konzentration zu verwenden (zum Beispiel 1X PBS-Puffer oder Medium).

Das CARDIOPHYS-System enthält kein Ausgangskabel wie das CBL102 (BNC- auf 3,5 mm MiniPhone-Stecker), da das Datenerfassungssystem je nach vorhandener Ausrüstung des Kunden variieren kann. Wenn der Kunde bereits ein Datenerfassungssystem besitzt, können wir ein Kabel anbieten, um das CARDIOPHYS an sein System anzuschließen, sofern ein solches verfügbar ist. Der Ausgangsanschluss am CARDIOPHYS ist ein 3,5 mm MiniPhone-Stecker. Wenn der Kunde kein Datenerfassungssystem hat, bieten wir zusammen mit dem CARDIOPHYS ein LAB-TRAX-4, 505195 (EKG-Analysemodul), 2851 und das CBL-102-Kabel an. Wir bieten nur zwei Kabel mit 3,5 mm MiniPhone-Stecker an: CBL100 – 3,5 mm MiniPhone-Stecker auf 3,5 mm MiniPhone-Stecker und CBL102 – 3,5 mm MiniPhone-Stecker auf BNC (männlich).

Das dPatch verwendet eine moderne digitale Architektur auf dem neuesten Stand der Technik. Durch die Umwandlung des Signals von analog zu digital direkt am Headstage bewahren wir die Signalqualität so gut wie möglich. Fast jede Rauschspezifikation des dPatch übertrifft die aller anderen Verstärker auf dem Markt. Darüber hinaus stellt das dPatch ein komplettes Patch-Clamp-System dar, alle Hard- und Software für die Datenerfassung sind enthalten, und es wird keine externe Hardware für den dynamischen Clamp benötigt. (siehe unser Vergleichsblatt)

Aktive Kühlung verursacht zahlreiche Probleme, die langfristig tatsächlich mehr „Rauschen“ erzeugen. Die von Peltier-Elementen erzeugte Wärme führt zu thermischem Drift bei Manipulatoren, was es nahezu unmöglich macht, während der Einzelkanalarbeit stabil zu bleiben. Als Unternehmen, das Mikromanipulatoren herstellt, sind wir sehr sensibel gegenüber der Systemleistung innerhalb eines kompletten Elektrophysiologie-Setups. Aktive Kühlung kann auf dem Papier zu einer etwas besseren Rauschspezifikation führen, aber in der Praxis überwiegen die Nachteile den geringen Gewinn an Spezifikationsgenauigkeit bei weitem (siehe Vergleichstabelle). Zudem führt die begrenzte Lebensdauer von Peltier-Elementen zu Zuverlässigkeitsbedenken, die wir als inakzeptabel erachten.

Nein, da das dPatch von Natur aus ein digitales Design ist, ist kein zusätzlicher Digitizer erforderlich. Die SutterPatch®-Software und eine Lizenz für IgorPro sind bei jedem dPatch-System enthalten. Das dPatch enthält alles, was Sie benötigen, um mit Experimenten zu beginnen.

Ja, dPatch-Kopfverstärker/Vorverstärkereinheiten sind austauschbar und eigenständig. Alle Kalibrierungs- und Abstimmungsinformationen werden direkt in der Kopfverstärker/Vorverstärkereinheit gespeichert und beim Start ausgelesen. Das macht das Hinzufügen eines zweiten Kopfverstärkers einfach.

Alle Headstages von Sutter Instrument sind mit einer standardmäßigen Schwalbenschwanzaufnahme ausgestattet. Diese Aufnahme wurde vor fast 30 Jahren gemeinsam von Sutter Instrument und Axon Instruments eingeführt und wird seitdem von den meisten Herstellern von Patch-Clamp-Verstärkern und Mikromanipulatoren verwendet. Dadurch sind Sutter-Headstages in den meisten Fällen ein direkter Ersatz in einem bestehenden Aufbau, ohne dass eine Anpassung erforderlich ist.

Ja, aber der Adapter 99672 oder das neue EVOM3/EVOM Handbuchkabel 99916 wird benötigt.

Die Blank-Funktion wird verwendet, wenn Sie alle Messwerte subtrahieren möchten, die nicht von der Membran stammen, wie zum Beispiel die Elektroden- und Flüssigkeitswiderstände.

Nein, die TEER-Messung erfordert eine Flächenberechnung. Um TEER zu berechnen, multiplizieren Sie den gemessenen Widerstand mit der entsprechenden Oberfläche (siehe unten). Zum Beispiel misst ein 12-mm-Einsatz 565 Ω, der TEER beträgt 565 Ω × 1,13 cm² = 638,5 Ω·cm². Hier sind die Flächen, die allgemein für verschiedene Transwell-/Einsatzformate gelten: 6-Well-Platte (24-mm-Einsätze) 4,52 cm², 12-Well-Platte (12-mm-Einsätze) 1,13 cm², 24-Well-Platte (6,5-mm-Einsätze) 0,33 cm², 96-Well-Platte (4,3-mm-Einsätze) 0,14 cm². Für automatisierte TEER-Messungen empfiehlt sich das WPI REMS Automated TEER Measurement System.

Löschen Sie alle im Speicher befindlichen Daten, indem Sie die Einstellungen öffnen, das Speichermenü aufrufen und dann „Neue Platte“ drücken. Dadurch werden alle vorherigen Messwerte gelöscht. Kehren Sie zum Hauptbildschirm zurück, öffnen Sie den Vorschaubildschirm, wählen Sie jede zu messende Vertiefung aus (die Auswahl wird grün), setzen Sie die Elektrode ein und messen Sie. Wenn Sie mit dem Messen der ausgewählten Vertiefungen fertig sind, öffnen Sie die Einstellungen, drücken Sie das Speichermenü und dann „Neu speichern“, um die Plattendaten auf dem USB-Laufwerk zu sichern.

Nehmen Sie das EVOM™ Handbuch nach der Benutzung aus der Laminarhaube. Schalten Sie beim nächsten Mal die UV-Lampe im Inneren der Haube ein. Sobald die Haube durch UV desinfiziert ist, schalten Sie die UV-Lampe aus, sprühen Sie anschließend 70-100 % Ethanol oder Isopropanol auf ein Papiertuch und wischen Sie das EVOM™ Handbuch ab. Sprühen Sie Alkohol nicht direkt auf das EVOM™ Handbuch.

Die Elektrode in der Luft oder teilweise in der Flüssigkeit eingetaucht kann Striche anzeigen, da sie instabile Messwerte aufzeichnet. Der Elektrodenspitzenbereich (Messregion) muss vollständig eingetaucht bleiben. Sie können auch instabile Messwerte bemerken, wenn die Elektrodenspitze nicht vollständig eingetaucht ist. Stellen Sie sicher, dass Sie apikale und basolaterale Volumina wählen, sodass die Elektrodenspitze vollständig eingetaucht bleibt. Sie müssen apikale und basolaterale Volumina verwenden, die größer sind als vom Hersteller des Einsatzes vorgeschlagen. Zum Beispiel empfehlen wir für Corning-24-Well-Transwell (Beispiel Corning 3470) mindestens 300 µL oben (apikal) und 850 µL unten (basolateral). [Diese Volumina sind etwas mehr als das Minimum, das für die STX4-Elektrode erforderlich ist.] Hier sind die Schritte: 1. STX4-Anpassung der Elektrodenhöhe. Drehen Sie den vorderen Ring im Uhrzeigersinn, damit die Elektrode bis zur maximalen Tiefe in die Vertiefung eintauchen kann. 2. Anforderungen an Elektrodenspitze und Flüssigkeitsvolumen der STX4. Stellen Sie sicher, dass die Messspitze der Elektrode (rot umrandete Bereiche) an beiden Klingen während der Messung vollständig in einer leitfähigen Flüssigkeit, wie Zellkulturmedium oder Puffer, eingetaucht bleibt. Sie benötigen ausreichende apikale und basolaterale Volumina, um eine stabile Messung zu erhalten. Da die STX4 aufgehängt bleibt, muss das erhöhte Volumen verwendet werden, um sicherzustellen, dass die Messregion der Elektrode vollständig eingetaucht ist. HINWEIS: Sie müssen mehr Flüssigkeitsvolumen verwenden als vom Hersteller der Einsätze empfohlen. Die vom Hersteller empfohlenen Volumina reichen nicht aus, um die Elektrodenspitze vollständig einzutauchen. [As mentioned as an example previously, for Corning-24 well Transwell (e.g., Corning 3470) we recommend using minimum 300 µL on top (apical) and 850 µL on bottom (basolateral). These volumes are a little more than the least required for STX4 electrode. You can check visually to make sure the apical and basolateral volumes are adequate to keep the electrode tips fully immersed, and then consistently use those volumes.]

Sie können eine Veränderung der Rohwiderstandswerte erwarten. Allerdings subtrahieren Sie die Leerwerte (leerer Transwell ohne Zellen) von den Probenwerten (Transwell mit Zellen). Auf diese Weise subtrahieren Sie den Leerwert mit erhöhtem Volumen von Proben mit erhöhtem Volumen. Somit wird jede Widerstandsänderung, die durch das erhöhte Volumen verursacht wird, ausgeschlossen. Verwenden Sie konsequent dieselben Volumina für alle Ihre Proben in einem Experiment.

Nachfolgend sind die Schritte aufgeführt, die für die Reinigung oder Wartung des STX4 befolgt werden können. Stellen Sie sicher, dass Sie während der Reinigung oder Wartung genügend Flüssigkeitsstand verwenden, mindestens bis zur rot umrandeten Region. 1. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen. 2. Optionaler Schritt: Kurzes Eintauchen in 70 % Ethanol oder Isopropanol und kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer. 3. Elektrode für Messungen verwenden. 4. Optionaler Zwischenschritt zwischen den Messungen: Kurzes Eintauchen in 70 % Ethanol oder Isopropanol und kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer. 5. Nach den Messungen die Elektrodenenden 5–10 Minuten in 70 % Isopropanol oder Ethanol einweichen/immersieren. 6. Mit DI-Wasser spülen. An der Luft trocknen lassen. Elektrode trocken und an einem lichtgeschützten Ort aufbewahren. 7. Bei häufiger Nutzung die Elektrodenenden jede Woche 15 Minuten in 1 % Tergazyme einweichen. Anschließend mit DI-Wasser spülen. 8. Für Messungen verwenden.

*Drift – Messwerte, die über die Zeit kontinuierlich und deutlich ansteigen oder abfallen (entweder Spannung oder Widerstand). Beispiel: Bei 1000 Ω steigt der Messwert um 100 Ω/Minute. (Ein Drift von 10 Ω/Minute ist akzeptabel.) Übermäßiger Drift kann durch Änderungen des pH-Werts oder der Temperatur verursacht werden oder die Elektrode muss gereinigt werden. Es gibt einige mögliche Ursachen für diesen Drift. Stellen Sie sicher, dass die Elektroden vollständig in die Kulturmedienlösung eingetaucht sind und die Flüssigkeitstemperatur in der Platte durch Ausgleich auf Raumtemperatur oder Verwendung einer Plattenheizung konstant bleibt. – Eine weitere häufige Ursache für Drift ist, dass sich an den Elektrodenspitzen Ablagerungen von Bestandteilen des Zellkulturmediums gebildet haben – die Elektrode (Spitzen) muss je nach Nutzung periodisch enzymatisch gereinigt werden (Tergazyme oder Enzol), bis zu einmal pro Woche. Handelektroden müssen während der Messung ebenfalls so ruhig wie möglich gehalten werden. Übermäßige Bewegung führt zu Schwankungen im Messwert. Zusätzlich führt in einer 5 % CO2-Umgebung ein Verlust von CO2 zu einer Änderung des pH-Werts des Mediums, wodurch sich der Widerstandswert ändern kann. Dies gilt hauptsächlich im Zusammenhang mit kontinuierlichen Messungen über einen längeren Zeitraum (Stunden im Vergleich zu wenigen Minuten).

*Instabilität – Bei 500 Ω springt der Messwert von 450 auf 550 Ω und stabilisiert sich nicht (eine Instabilität von ±5 Ω ist im 500-Ω-Bereich akzeptabel). In höheren Bereichen sind bis zu ±1000 Ω im 100K-Bereich akzeptabel. Elektroden, die Instabilität zeigen, benötigen möglicherweise eine enzymatische Reinigung. Die häufigsten Ursachen für Messwertinstabilität können behoben werden, indem die Spitzen vollständig in die Lösung eingetaucht oder eine enzymatische Reinigung durchgeführt wird. Die Elektroden-Spitzen sind nicht vollständig in eine geeignete leitfähige Flüssigkeit (Medium oder Puffer) eingetaucht. Fügen Sie zusätzliche Flüssigkeit hinzu, um den Flüssigkeitsstand bis zu den Elektroden-Spitzen anzuheben. (Verwenden Sie konsistente apikale und basolaterale Volumina, um vergleichbare Ergebnisse zu erzielen.) Die Elektroden-Spitzen (Messbereich) können Ablagerungen von Bestandteilen des Zellkulturmediums aufweisen, dies kann durch enzymatische Reinigung behoben werden.

Verwenden Sie den 1000-Ohm-Testwiderstand, um das EVOM-Messgerät selbst zu testen und zu kalibrieren. Überprüfen Sie, ob die Anzeige auf dem Bildschirm einen Wert von 1000 Ohm +/- 1 Ohm anzeigt. Weitere Details zur Kalibrierung finden Sie im Benutzerhandbuch; eine PDF-Version des Handbuchs ist unter dem Reiter „Support“ auf unserer Website unter „Manuals“ verfügbar. Um die Funktion Ihrer Elektrode zu testen, wird ein KCl-Widerstandstest verwendet. Bereiten Sie 40-, 80- und 160-mM-Konzentrationen von KCl mit deionisiertem (DI) Wasser vor. Wenn sich die KCl-Lösungskonzentration verdoppelt, sollte der Widerstandswert etwa halbiert werden. Wenn Sie bei 80- und 160-mM-KCl-Lösungen schwankende Widerstandswerte feststellen, stellen Sie sicher, dass – der Elektroden-Spitzenbereich oder die Messregion während der Messung vollständig in die leitfähige Flüssigkeit (Medium oder Puffer) eingetaucht ist. die Elektrode gereinigt werden muss. Eine regelmäßige Reinigung und Wartung der Elektrode wird dringend empfohlen und ist für die funktionale Lebensdauer der Elektrode notwendig.

Eine unserer häufig gestellten Fragen (FAQs) betrifft TEER-Messungen mit einem EndOhm. Wenn die Widerstandswerte Ihres ENDOHM nicht stabil bleiben, müssen Sie möglicherweise einige Fehlerbehebungen durchführen. Testen Sie das EVOM2: Testen Sie zunächst Ihr EVOM2-Messgerät. Der 1000Ω-Testwiderstand (WPI # 91750) kann hierfür verwendet werden. Stecken Sie den RJ-11-Stecker am Ende des Testwiderstands in den Eingangsanschluss des Messgeräts. Stellen Sie den Funktionsschalter auf Ohm. Trennen Sie das EVOM2 vom Ladegerät und schalten Sie die Stromversorgung ein (I). Das Messgerät sollte 1000Ω anzeigen. Falls nicht, justieren Sie die R ADJ-Schraube mit einem kleinen Schlitzschraubendreher, bis das Messgerät einen Wert von 1000Ω anzeigt. Wenn das EVOM2 1000 ± 2-3 Ohm anzeigt und der Wert stabil bleibt, funktioniert das EVOM2 korrekt. Testen Sie das ENDOHM: Testen Sie anschließend das ENDOHM. Sie können das ENDOHM weiterhin qualitativ testen, indem Sie es verschiedenen KCl-Konzentrationen aussetzen. Die Messwerte sollten bei höheren Konzentrationen stets einen stabilen, niedrigeren TEER-Wert zeigen und bei niedrigeren Konzentrationen einen höheren, aber möglicherweise weniger stabilen Wert. Im Allgemeinen bedeutet ein fallender TEER-Wert, dass der Strom einen alternativen Weg mit geringerer Resistenz als nur durch das Medium findet oder die Probe auf irgendeine Weise eine Ladung annimmt. Wenn das Problem tatsächlich im ENDOHM liegt, wird es typischerweise durch ein Austreten von Kulturmedium unter den Elektrodenoberflächen verursacht, wo es Drahtverbindungen zu den Ag/AgCl-Scheiben angreifen kann. Eine verzögerte Reaktion kann auftreten, wenn das Medium in sehr feine Risse eindringt, in denen die Klebeverbindung ihre Dichtheit verloren hat. Wenn der TEER-Wert kontinuierlich weit unter den erwarteten Wert absinkt, hat das ENDOHM höchstwahrscheinlich eine Undichtigkeit an der Elektrodenverbindung oder Korrosion irgendwo in den Strom- oder Spannungswegen. Wenn das ENDOHM feine Risse entwickelt hat, muss es ersetzt werden.

Ja, aber der Adapter 99672 oder das neue EVOM3-Kabel 99916 wird benötigt.

Die Blank-Funktion wird verwendet, wenn Sie alle Messwerte subtrahieren möchten, die nicht von der Membran stammen, wie zum Beispiel die Elektroden- und Flüssigkeitswiderstände.

Nein, die TEER-Messung erfordert eine Flächenberechnung. Um TEER zu berechnen, multiplizieren Sie den gemessenen Widerstand mit der entsprechenden Oberfläche (siehe unten). Zum Beispiel misst ein 12-mm-Einsatz 565 Ω, der TEER beträgt 565 Ω × 1,13 cm² = 638,5 Ω·cm². Hier sind die Flächen, die allgemein für verschiedene Transwell-/Einsatzformate gelten: 6-Well-Platte (24-mm-Einsätze) 4,52 cm², 12-Well-Platte (12-mm-Einsätze) 1,13 cm², 24-Well-Platte (6,5-mm-Einsätze) 0,33 cm², 96-Well-Platte (4,3-mm-Einsätze) 0,14 cm²

Löschen Sie alle im Speicher befindlichen Daten, indem Sie die Einstellungen öffnen, das Speichermenü aufrufen und dann „Neue Platte“ drücken. Dadurch werden alle vorherigen Messwerte gelöscht. Kehren Sie zum Hauptbildschirm zurück, öffnen Sie den Vorschaubildschirm, wählen Sie jede zu messende Vertiefung aus (die Auswahl wird grün), setzen Sie die Elektrode ein und messen Sie. Wenn Sie mit dem Messen der ausgewählten Vertiefungen fertig sind, öffnen Sie die Einstellungen, drücken Sie das Speichermenü und dann „Neu speichern“, um die Plattendaten auf dem USB-Laufwerk zu sichern.

Nehmen Sie den EVOM3 nach der Benutzung aus der Laminarhaube. Schalten Sie beim nächsten Mal die UV-Lampe im Inneren der Haube ein. Sobald die Haube durch UV desinfiziert ist, schalten Sie die UV-Lampe aus, sprühen Sie dann 70-100 % Ethanol oder Isopropanol auf ein Papiertuch und wischen Sie den EVOM3 ab. Sprühen Sie Alkohol nicht direkt auf den EVOM3.

Die Elektrode in der Luft oder teilweise in der Flüssigkeit eingetaucht kann Striche anzeigen, da sie instabile Messwerte aufzeichnet. Der Elektroden-Spitzenbereich (Messbereich) muss vollständig eingetaucht bleiben. Sie können auch instabile Messwerte bemerken, wenn die Elektroden-Spitze nicht vollständig eingetaucht ist. Stellen Sie sicher, dass Sie apikale und basolaterale Volumina wählen, sodass die Elektroden-Spitze vollständig eingetaucht bleibt. Sie müssen apikale und basolaterale Volumina verwenden, die größer sind als die vom Einsatzhersteller vorgeschlagenen. Zum Beispiel empfehlen wir für Corning-24-Well-Transwell (Beispiel Corning 3470) mindestens 300 µL oben (apikal) und 850 µL unten (basolateral). [Diese Volumina sind etwas mehr als das Minimum, das für die STX2-PLUS-Elektrode erforderlich ist.] Hier sind die Schritte: 1: STX2-PLUS Einstellung der Elektrodenhöhe. Drehen Sie den vorderen Ring im Uhrzeigersinn, damit die Elektrode bis zur maximalen Tiefe in die Vertiefung eintauchen kann. 2: Anforderungen an die Elektroden-Spitze und das Flüssigkeitsvolumen bei STX2-PLUS. Stellen Sie sicher, dass die Messspitze der Elektrode (rot umrandete Bereiche) an beiden Klingen während der Messung vollständig in einer leitfähigen Flüssigkeit, wie Zellkulturmedium oder Puffer, eingetaucht bleibt. Sie benötigen ausreichende apikale und basolaterale Volumina, um stabile Messwerte zu erhalten. Da die STX2-PLUS aufgehängt bleibt, muss das Volumen erhöht werden, um sicherzustellen, dass der Messbereich der Elektrode vollständig eingetaucht ist. HINWEIS: Sie müssen mehr Flüssigkeitsvolumen verwenden als vom Einsatzhersteller empfohlen. Die empfohlenen Volumina des Einsatzherstellers halten die Elektroden-Spitze nicht vollständig eingetaucht. [Wie zuvor als Beispiel erwähnt, empfehlen wir für Corning-24-Well-Transwell (z. B. Corning 3470) mindestens 300 µL oben (apikal) und 850 µL unten (basolateral). Diese Volumina sind etwas mehr als das Minimum, das für die STX2-PLUS-Elektrode erforderlich ist. Sie können visuell überprüfen, ob die apikalen und basolateralen Volumina ausreichend sind, um die Elektroden-Spitzen vollständig eingetaucht zu halten, und dann diese Volumina konsequent verwenden.] Selbst wenn weiterhin instabile Messwerte oder Striche auftreten, muss die Elektrode höchstwahrscheinlich chloriert werden. Das Chlorieren bedeutet, die Elektroden-Spitzen 10-15 Minuten in 3-6 % Natriumhypochlorit oder Bleichmittel einzutauchen, gefolgt von einer Spülung mit destilliertem Wasser. Dies ist Teil der STX2-PLUS-Wartung und ein kritischer Wartungsvorgang. Bitte beachten Sie die Wartungsanleitung unten (Schritt 1). ** Nachfolgend sind die Schritte aufgeführt, die für die Reinigung oder Wartung der STX2-PLUS befolgt werden können. 1. Vor der Verwendung die Elektrode chlorieren, indem die Elektroden-Spitzen 10-15 Minuten in 3-6 % Natriumhypochlorit (Bleichmittel) eingetaucht werden. Das Chlorieren muss alle 3 Tage erfolgen, wenn die Elektroden häufig verwendet werden, oder nach mehr als einer Woche Lagerung. ** 2. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen. 3. Optionaler Schritt: Kurzes Eintauchen in 70 % Ethanol oder Isopropanol und kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer. 4. Elektrode für Messungen verwenden. 5. Optionaler Zwischenschritt bei der Probenmessung: Kurzes Eintauchen in 70 % Ethanol oder Isopropanol und kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer. 6. Nach den Messungen die Elektroden-Spitzen 5-10 Minuten in 70 % Isopropanol oder Ethanol einweichen/eintauchen. 7. Mit DI-Wasser spülen. An der Luft trocknen lassen. Elektrode trocken und an einem lichtgeschützten Ort aufbewahren. 8. Bei häufiger Verwendung die Elektroden-Spitzen jede Woche 15 Minuten in 1 % Tergazyme einweichen. Anschließend mit DI-Wasser spülen. 9. Danach chlorieren, indem die Elektroden-Spitzen 10-15 Minuten in 3-6 % Natriumhypochlorit (Bleichmittel) eingetaucht werden. (Wie in Schritt 1.) 10. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen. 11. Für Messungen verwenden. 12. Ab Schritt 5 wiederholen.

Sie können eine Veränderung der Rohwiderstandswerte erwarten. Allerdings subtrahieren Sie die Leerwerte (leerer Transwell ohne Zellen) von den Probenwerten (Transwell mit Zellen). Auf diese Weise subtrahieren Sie den Leerwert mit erhöhtem Volumen von Proben mit erhöhtem Volumen. Somit wird jede Widerstandsänderung, die durch das erhöhte Volumen verursacht wird, ausgeschlossen. Verwenden Sie konsequent dieselben Volumina für alle Ihre Proben in einem Experiment.

Nachfolgend sind die Schritte aufgeführt, die für die Reinigung oder Wartung des STX2-PLUS befolgt werden können. Stellen Sie sicher, dass Sie während der Reinigung oder Wartung ausreichend Flüssigkeitsstand verwenden, mindestens bis zur rot umrandeten Region. 1. Vor der Verwendung die Elektrode chlorieren, indem die Elektrodenenden für 10-15 Minuten in 3-6% Natriumhypochlorit (Bleichmittel) eingetaucht werden. Das Chlorieren muss alle 3 Tage erfolgen, wenn die Elektroden häufig verwendet werden, oder nach einer Lagerung von mehr als einer Woche. 2. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen. 3. Optionaler Schritt: Kurzes Eintauchen in 70% Ethanol oder Isopropanol und anschließend kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer. 4. Die Elektrode für Messungen verwenden. 5. Optionaler Zwischenschritt bei der Probenmessung: Kurzes Eintauchen in 70% Ethanol oder Isopropanol und anschließend kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer. 6. Nach den Messungen die Elektrodenenden 5-10 Minuten in 70% Isopropanol oder Ethanol einweichen. 7. Mit DI-Wasser spülen. An der Luft trocknen lassen. Elektrode trocken und an einem lichtgeschützten Ort aufbewahren. 8. Bei häufiger Verwendung die Elektrodenenden jede Woche 15 Minuten in 1% Tergazyme einweichen. Anschließend mit DI-Wasser spülen. 9. Danach chlorieren, indem die Elektrodenenden für 10-15 Minuten in 3-6% Natriumhypochlorit (Bleichmittel) eingetaucht werden. (Wie in Schritt 1.) 10. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen. 11. Für Messungen verwenden. 12. Ab Schritt 5 wiederholen.

1. Halten Sie die Elektrode NICHT am Kabel. Dadurch können die internen Verbindungen allmählich beschädigt werden. 2. Halten Sie die Elektrode am markierten Bereich (Kunststoff). 3. Begrenzen Sie das Eintauchen oder Besprühen mit Flüssigkeit auf etwa bis hierhin (maximal). Sie möchten nicht, dass Flüssigkeit eindringt und die internen Kabel oder Anschlüsse erreicht. Sie können den Rest der Elektrode mit einem Papiertuch abwischen, das mit Isopropanol oder Ethanol besprüht wurde (nicht direkt aufsprühen).

Die Bläschen sind Wasserstoffgas, das als Nebenprodukt des Aushärtungsprozesses freigesetzt wird. Die Aushärtung erfolgt in so kurzer Zeit, dass das Gas nicht entweichen kann. Eine längere Aushärtezeit könnte helfen. Um den Aushärtungsprozess zu verlangsamen, kühlen Sie das Material vor dem Mischen.

Wenn Kwik-Cast/Sil auf Nagetierfell aufgetragen wird, kann der ausgehärtete Klebstoff vom Fell entfernt werden. Ziehen Sie den ausgehärteten Klebstoff einfach sanft und langsam vom Fell ab. Natürlich befinden sich Öle auf Fell und Haaren.

Die Gesamtlänge eines Elektroden-Systems wird hauptsächlich durch die Tiefe des Gewebes bestimmt, das man aufzeichnen oder stimulieren möchte, sowie durch das verwendete Mikrofahrsystem. Wolfram-Mikrosonden sind in Längen von 76 mm oder 125 mm erhältlich (125 µm sind auf der WPI-Website nicht zu finden) oder können individuell in jeder Länge unter 5 Zoll bestellt werden. Platin/Iridium ist typischerweise in zwei Zoll langen Stücken erhältlich, und Edelstahl in 51 mm Längen, aber beide können auch in kürzeren Längen oder in längeren Längen mit Edelstahl- und Polyimid-Schläuchen spezifiziert werden. Aufgrund der hohen Kosten von reinem Iridium wird es immer in Edelstahl- und Polyimid-Schläuchen montiert und ist typischerweise 50 mm lang.

Alle Elektroden, außer der 3 Zoll Extra Fine-F Profil Wolfram-Mikrosonde, die eine 1 Mikron dicke Parylene-C-Isolierung haben, besitzen 3 Mikrometer Parylene-C. Es wurde nachgewiesen, dass diese Dicke für die meisten von uns angebotenen Elektroden-Spitzenprofile am besten funktioniert. Wir haben 3 Mikrometer gewählt, um ein ausreichend kleines Spitzenprofil zu gewährleisten, das ein nahes Herankommen an neuronale Elemente ermöglicht, die Einführbarkeit der Elektrode erleichtert und die Dämpfung bei Elektroden mit höherem Widerstand minimiert. Eine Dämpfung des Signals kann durch kapazitive Abschirmung auftreten, wenn mit Mikrosonden höherer Impedanz in tiefen Strukturen aufgezeichnet wird, daher kann eine zusätzliche Isolierung in Form von WPI’s KT-Polyimid-Mikrosonden erforderlich sein. Das Extra Fine Profil (z. B. TM31C10) für die 3 Zoll Wolfram-Elektroden bietet eine extrem feine Mikrosondenspitze, die sich hervorragend für Aufnahmen aus kleinen, dicht gepackten Zellstrukturen eignet.

Dank unseres einzigartigen Herstellungsprozesses und der besonderen Eigenschaften von Parylene-C können wir jede Mikrosonde mit mikroskopischer Präzision und Reproduzierbarkeit freilegen. Jede Mikrosonde wird einzeln unter einem Hochleistungsmikroskop freigelegt, inspiziert und elektrisch charakterisiert. Unsere Mikrosonden weisen bei gleicher Spitzenfreilegung einen niedrigeren Impedanzwert auf als andere kommerziell erhältliche Elektroden. Daher empfehlen wir Anwendern, die unsere Elektroden noch nicht verwendet haben, eine Impedanzspanne anzugeben, um den besten Impedanzwert für ihre Anwendung auszuwählen. Da wir Forschern seit über 30 Jahren Mikrosonden liefern, können wir zudem fachkundige Beratung bei der Auswahl des besten Elektroden-Designs für Ihr experimentelles Paradigma bieten. Bitte kontaktieren Sie uns und geben Sie Informationen zu den Anforderungen Ihres Forschers an. Für die Angabe einer Impedanzspanne bei jeder Box Mikrosonden fallen keine zusätzlichen Kosten an.

Wir bieten verschiedene Spitzenalternativen für diejenigen an, die ein spezialisiertes Elektrodenprofil für ihre Forschung bevorzugen. Die Auswahl der Spitze kann subtile, aber wichtige Veränderungen in der Leistung der Elektrode bewirken, wie unten beschrieben. Es wird empfohlen, dass Erstnutzer verschiedene Spitzenprofile ausprobieren, um herauszufinden, welches am besten für ihre Aufnahme- oder Stimulationsprotokolle geeignet ist. A-Standard Unser Standard-Spitzenprofil verfügt über eine scharfe, aber robuste Spitze, die vielseitige Leistung und eine effektive Balance zwischen Eindringtiefe und Haltbarkeit bietet. Das am weitesten verbreitete Spitzenprofil – wir empfehlen unsere Standardspitze für die meisten neuronalen Aufnahmeanwendungen, obwohl sie auch für die meisten Stimulationsprotokolle effektiv ist. Wir verwenden eine Bogenfreilegungsmethode, die präzise und konsistente Leistung sowie eine sehr breite Palette verfügbarer Impedanzen bietet. Obwohl diese Methode eine geringe Variabilität der Impedanz von Elektrode zu Elektrode zur Folge hat, empfinden die meisten Forscher dies als sehr akzeptabel für ihre Anwendung. Für diejenigen, die eine genauere Spitzenfreilegung benötigen, bieten wir gegen einen kleinen Aufpreis einen Laserfreilegungsservice an. Bitte kontaktieren Sie uns, wenn Sie glauben, dass dieser Service für Sie geeignet ist. B-Abgerundet Unsere abgerundeten Elektroden sind so konstruiert, dass sie eine rundere, kugelförmige Spitze haben. Für viele Anwendungen kann die abgerundete Spitze eine überlegene Stimulationsleistung bieten, da ihr kürzeres Profil dazu führen kann, dass die Elektrode eher als Punktquelle wirkt und eine verbesserte Isolierung bietet. Viele Forscher sind der Meinung, dass dieses Profil sowohl eine größere Selektivität als die herkömmlichen schärferen Spitzenprofile bietet als auch für hochintensive Stimulationsprotokolle besser geeignet ist. Einige Forscher haben außerdem beobachtet, dass die Verwendung abgerundeter Spitzen zu weniger durchbohrten Zellen führt. F-Extra fein Unser extra-feines Spitzenprofil zeichnet sich durch eine deutlich schärfere Verjüngung sowie eine dünnere Isolationsschicht aus. Diese Art von Elektrode wird häufig für flache Präparationen verwendet, bei denen es notwendig ist, von kleinen, dicht gepackten Zellpopulationen aufzunehmen, wie den striären Schichten des visuellen und auditorischen Kortex. Aufgrund der sehr empfindlichen Natur dieser Spitzen sind sie nur als Wolframelektroden in 3-Zoll-(76 mm)-Länge und mit Schaftdurchmessern von 0,003" und 0,005" (75 und 125 Mikrometer) erhältlich. Für Eindringtiefen über 4 mm, bei denen die Spitzenimpedanz größer als 1,5 MΩ ist, empfehlen wir, eine zusätzliche Schicht Polyimid-Schlauch anzugeben, um kapazitive Kurzschlüsse zu reduzieren und die Steifigkeit der Elektrode zu erhöhen. H-Wärmebehandelt Unsere wärmebehandelten Elektroden sind für Forscher gedacht, die ihre Sonden durch harte Membranen, wie die Dura mater größerer Säugetiere, führen müssen. Durch das Anlegen einer Wärmequelle nahe der Elektrodenspitze unter dem Mikroskop können wir eine Elektrode mit einer allmählicheren Verjüngung als unser Standardprofil herstellen und gleichzeitig die Polymerisolierung in der Nähe der Spitze härten. Diese Modifikationen ermöglichen es, die Elektrode leichter und mit geringerem Risiko von Spitzen- und Isolationsschäden durch harte Membranen zu drücken.

1. Überprüfen Sie Ihr Impedanzmessgerät, möglicherweise messen Sie die Impedanzwerte bei einer anderen Frequenz als 1 Kilohertz. 2. Prüfen Sie, ob Ihr Impedanzmessgerät keinen Sample-and-Hold-Schaltkreis hat, bei dem die Impedanz sofort nach dem Drücken der Testtaste gemessen wird und die Impedanz keine Gelegenheit hat, sich zu stabilisieren. 3. Normalerweise sinkt die Impedanz nach einigen Minuten, in denen die Elektrode in der Kochsalzlösung liegt. 4. Manchmal können die Elektroden oxidieren, was die Impedanz erhöht. In diesem Fall empfehlen wir, etwa negative 3 bis 4,5 Volt über die Elektrode in der Kochsalzlösung zu leiten, um die Elektrode zu reinigen und zu entoxidieren.

Derzeit bieten wir drei verschiedene Elektrodenkonfigurationen an, obwohl wir in der Vergangenheit viele kundenspezifische Designs für Kunden gefertigt haben. Wenn Sie sich unsere Artikelnummern für unsere Sonden ansehen, wie im Abschnitt Produkte zu sehen, werden Sie feststellen, dass sie eine Artikelnummer wie WE30031.0A5 haben. Der Teil 00 der Artikelnummer gibt die Mikrosondenkonfiguration an. Monopolare Elektroden - 00 Bedeutet keine spezielle Montage, wobei die geschärfte Sonde mit Parylene-C isoliert ist und Länge, Breite, Spitzenprofil und Impedanz gemäß den Tabellen für die Bestellung Ihrer Elektroden spezifiziert sind. Polyimid-Schläuche - PT Elektroden, die in Polyimid-Schläuchen montiert sind, um die Steifigkeit zu erhöhen und eine zusätzliche Isolationsdicke zu bieten. Diese Montage wird typischerweise empfohlen, wenn Elektroden mit relativ hoher Impedanz tiefere Schichten des Gehirns oder Rückenmarks durchdringen müssen. ST Bezeichnet unsere bipolaren Elektroden oder Stereotroden. Diese Elektroden sind bei einer Impedanz von weniger als 0,5 MΩ hervorragend geeignet, um Stimulationsstromfelder zu lokalisieren. Stereotroden mit höherer Impedanz sind ideal, um die Isolierung einzelner neuronaler Elemente durch gleichzeitige Aufzeichnung mehrerer Einheiten auf zwei eng beieinander liegenden Mikroelektroden zu verbessern. Der Spitzenabstand entspricht typischerweise dem Schaftdurchmesser einer der Elektroden, die zur Herstellung der Stereotrode verwendet werden. Ein anderer Spitzenabstand ist auf Anfrage erhältlich.

Die 5482- und 5483-Steckverbinder sind am distalen Ende unserer Elektroden angebracht. Sie können diese Steckverbinder sowie den passenden Stecker M202 erwerben, indem Sie hier klicken und zu unserer Zubehörseite gehen. Viele Anwender bevorzugen es, unsere Elektroden ohne Steckverbinder zu verwenden, was in Ordnung ist. Auf Wunsch entfernen wir die Steckverbinder einfach für Sie. Es gibt keinen Rabatt dafür, da die Steckverbinder zu Beginn unseres Fertigungsprozesses angebracht werden.

Die Spitzenfreilegung bei Heat Tapered „H“-Spitzenprofilen ist etwa 15 bis 20 Prozent GRÖSSER. Die Spitzenfreilegung bei Blunted „B“-Spitzenprofilen ist etwa 15 bis 20 Prozent KLEINER. Die Spitzenfreilegung bei Extra Fine „F“-Spitzenprofilen ist etwa 10 bis 15 Prozent GRÖSSER.

1. Überprüfen Sie Ihr Impedanzmessgerät, möglicherweise messen Sie die Impedanzwerte bei einer anderen Frequenz als 1 Kilohertz. 2. Prüfen Sie, ob Ihr Impedanzmessgerät keinen Sample-and-Hold-Schaltkreis hat, bei dem die Impedanz sofort nach dem Drücken der Testtaste gemessen wird und die Impedanz keine Gelegenheit hat, sich zu stabilisieren. 3. Normalerweise sinkt die Impedanz nach einigen Minuten, in denen die Elektrode in der Kochsalzlösung liegt. 4. Manchmal können die Elektroden oxidieren, was die Impedanz erhöht. In diesem Fall empfehlen wir, etwa negative 3 bis 4,5 Volt über die Elektrode in der Kochsalzlösung zu leiten, um die Elektrode zu reinigen und zu entoxidieren.

Der Begriff „Backfilling“ bezeichnet den Vorgang, die Pipette von der großen, nicht gezogenen Seite her zu füllen. „Frontfilling“ ist der Begriff, der verwendet wird, um das Befüllen einer Mikropipette durch das kleine, gezogene vordere Ende der Pipette zu beschreiben. Die Glas-Mikropipetten werden zunächst vollständig mit Mineralöl rückgefüllt und am NANOLITER-Injektorkopf befestigt. Anschließend wird etwas Mineralöl durch die Spitze abgegeben. Dies schafft den Raum und erzeugt den Druck, um Proben durch die Spitze vorwärts zu füllen. Das Frontfilling der Probe verhindert das Verschütten oder den Verlust kostbarer oder seltener Proben, die beim Backfilling auftreten können. Wenn das Probenvolumen gering ist, kann es die einzige Möglichkeit sein, die Glas-Mikropipetten zuerst mit Öl rückzufüllen und dann die Probe vorwärts zu füllen.

Der WPI NANOLITER2020 Injektorkopf (300704) benötigt den MICRO2T Controller (empfohlen). Der MICRO4 Controller von WPI kann zur Steuerung der Pumpe verwendet werden. Der Injektorkopf 300704 kann nicht mit dem alten Standardcontroller von WPI verwendet werden.

Ja, derselbe MICRO2T-Controller kann verwendet werden, um die UMP3-Pumpe und den Nanoliter2010 zu steuern. Es wird kein zusätzlicher Adapter benötigt. 300704 wird direkt an den MICRO2T-Controller angeschlossen.

Ja, Sie können den Fußschalter 13142 verwenden. Dieser ist nicht im NANOLITER2020-System enthalten und wird separat verkauft.

Geruchloses und farbloses Mineralöl wird zum Verfüllen von Glas-Mikropipetten verwendet. Während die Glas-Mikropipette installiert ist und bei allmählichem Verschütten über mehrere Anwendungen, werden die Dichtungen zu rutschig, um die Glas-Mikropipette an ihrem Platz zu halten. Verwenden Sie Kimwipes, um Ölverschüttungen im Inneren des Injektorkopfs, außerhalb der Glas-Mikropipetten und zum Reinigen der Dichtungen aufzusaugen. Falls erforderlich, installieren Sie ein neues Dichtungssatz, um das Problem zu beheben.

Wenn die hintere Dichtung locker ist oder falsch herum montiert wurde, kann Luft durch die Luftleitung entweichen. Diese Dichtung muss fest am Kolbendraht sitzen. Wenn die Pipette einem Zugtest unterzogen wird, kann sie leicht von der mittleren Dichtung gelöst werden und durch Luftzufuhr undicht werden. Das Glasende muss glatt sein (und darf keine Risse im Glas aufweisen) und während des Festdrehens der Spannhülse fest auf dem mittleren Sitz gehalten werden. Dieser Kunststoffsitz verformt sich leicht und „formt“ sich an das Glasende an. Die Flüssigkeiten können auch ohne zusätzlichen Gegendruck austreten, selbst wenn eine gute Abdichtung vorhanden ist, aber die Menge der Vermischung an einer 10-µm-Spitze ist sehr gering. Wenn eine der hinteren Dichtungen Luftdurchfluss zulässt, wird sie undicht.