Blog de WPI

NanoFil™ de WPI es un sistema de inyección microlitro hermético para investigación en pequeños animales que soporta agujas de hasta calibre 36. Su volumen muerto ultra bajo permite inyecciones directas de submicrolitros sin relleno de aceite, y una junta de silicona patentada permite un cambio rápido de aguja con mínima pérdida de muestra. Compatible con capilares GC/CE y varios tubos, ofrece agujas romas y únicas biseladas a 25° con triple superficie (26–36G) que reducen el daño tisular y mejoran la durabilidad. El sistema se usa ampliamente para inyecciones precisas en tejidos, incluidas aplicaciones oftálmicas, y cuenta con kits de aplicación y estudios revisados por pares.

En cualquier laboratorio, contar con suministros clave es casi tan importante como tener el equipo principal. Elegir un proveedor confiable de estos suministros necesarios es tan importante como disponer de suministros de laboratorio de calidad cuando los necesitas. WPI quiere ser tu socio en el descubrimiento temprano de fármacos, y tenemos en stock una amplia variedad de suministros de laboratorio, muchos de los cuales pueden enviarse el mismo día hábil. Contar con una variedad de suministros listos para enviar nos convierte en un socio de investigación confiable. Aquí tienes algunos de los suministros populares que mantenemos disponibles para satisfacer tus necesidades en tu próximo experimento

Los modelos in vitro han empleado dos métodos comunes para cuantificar los cambios en la integridad de la barrera endotelial: la resistencia eléctrica transepitelial/transendotelial (TEER) y la permeabilidad a compuestos trazadores.1 TEER es un método no invasivo que cuantifica los cambios en la conductancia eléctrica para medir la confluencia y la integridad de la barrera. La permeabilidad a compuestos trazadores utiliza moléculas de pesos moleculares definidos para medir la capacidad de exclusión por tamaño de las barreras celulares (por ejemplo, FITC-dextran de 4 kDa o FD4).1 Usando el Manual EVOM™ (EVOM-MT-03-01) con el electrodo EndOhm TEER y soportes permeables para cultivo celular, esta nota de aplicación describe cómo evaluar de forma no invasiva la integridad de la barrera endotelial tras el tratamiento con citoquinas y proporciona un método para identificar compuestos vasoactivos que tienen el potencial de inducir daño vascular. Los estudios de permeabilidad a compuestos trazadores se combinan con la evaluación TEER para dilucidar los impactos inducidos por el tratamiento tanto en las uniones intercelulares como en el transporte paracelular (Fig. 1).

En el proceso del ‘ciclo celular’, las células crecen y se dividen en dos células hijas genéticamente idénticas. Está regulado por una vía de señalización compleja que mantiene la homeostasis celular regulando la división celular y la duplicación del ADN1. Por otro lado, debido a que las células cancerosas crecen y se dividen indefinidamente fuera del control del ciclo celular, se utilizan fármacos anti-mitóticos para suprimir la proliferación anormal de células cancerosas2. En particular, se sabe que el Nocodazol es un fármaco anti-mitótico representativo para el tratamiento del cáncer, y tiene la característica de alterar la dinámica de los microtúbulos durante la división citoplasmática y nuclear3,4.

La citotoxicidad se refiere al grado de daño a las células causado por sustancias químicas o factores físicos. Medirla mediante un ensayo de citotoxicidad es esencial para el desarrollo de fármacos y la investigación biológica. Las células atraviesan vías de señalización complejas que provocan diversos procesos de muerte celular como apoptosis, necrosis y necroptosis. Sin embargo, la mayoría de los ensayos de citotoxicidad se miden al final del experimento, lo que dificulta estudiar la respuesta dinámica de las células a los fármacos.

Como los glóbulos blancos responsables de la función inmunitaria son células en suspensión que viajan por los vasos sanguíneos, los estudios de inmunología suelen utilizar diversas líneas celulares en suspensión originadas de glóbulos blancos. Trabajar con células en suspensión, a diferencia de las células adherentes, implica que un ligero movimiento de la placa al ubicarla en el microscopio hace que las células floten. Además de los problemas causados por la inestabilidad de la temperatura y el CO2, de hecho no es posible usar un microscopio tradicional para monitorear las células en tiempo real. Por lo tanto, para monitorear de manera estable las células en suspensión, es esencial un dispositivo de imagen celular en vivo como Celloger® Mini Plus que funcione dentro de una incubadora1. Además, con Celloger® Mini Plus, la cámara dentro del sistema se mueve para capturar imágenes de las células en múltiples posiciones para mantener la muestra celular en un estado estable en lugar de tener un escenario móvil con una placa encima. Cuando se monitorearon las células en suspensión tanto con Celloger® Mini Plus como con un microscopio, la imagen obtenida con Celloger® Mini Plus fue más estable en comparación con el uso del microscopio, en el que varias células estaban fuera de foco (Figura 1).