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NanoFil™ di WPI è un sistema di iniezione a tenuta di gas, con capacità microlitrica, per la ricerca sui piccoli animali, compatibile con aghi fino a 36 gauge. Il volume morto estremamente ridotto consente iniezioni dirette inferiori al microlitro senza riempimento con olio, mentre una guarnizione brevettata in silicone permette di cambiare rapidamente l’ago riducendo al minimo la perdita di campione. Compatibile con capillari GC/CE e vari tipi di tubi, offre aghi smussati e aghi esclusivi con punta a triplo bisello a 25° (26–36G), che riducono i danni ai tessuti e migliorano la durata. Il sistema è ampiamente utilizzato per iniezioni precise nei tessuti, anche in ambito oftalmico, ed è supportato da kit applicativi e studi sottoposti a revisione paritaria.

In qualsiasi laboratorio, disporre delle forniture essenziali è quasi importante quanto avere le attrezzature principali. Scegliere un fornitore affidabile di questi materiali indispensabili è importante quanto poter contare su forniture di qualità quando servono. WPI vuole essere il tuo partner nelle prime fasi della scoperta di farmaci e dispone di un’ampia gamma di forniture per laboratorio, molte delle quali possono essere spedite lo stesso giorno lavorativo. Avere a disposizione diverse forniture pronte per la spedizione ci rende un partner affidabile nella ricerca. Ecco alcuni dei prodotti più richiesti che teniamo disponibili per le tue prossime sperimentazioni.

I modelli in vitro hanno utilizzato due metodi comuni per quantificare le variazioni dell’integrità della barriera endoteliale: la resistenza elettrica transepiteliale/transendoteliale (TEER) e la permeabilità ai composti traccianti.1 La TEER è un metodo non invasivo che quantifica le variazioni della conduttanza elettrica per misurare la confluenza cellulare e l’integrità della barriera. La permeabilità ai composti traccianti utilizza molecole di peso molecolare definito per misurare la capacità di esclusione dimensionale delle barriere cellulari (ad es., FITC-destrano da 4 kDa o FD4).1 Utilizzando il manuale EVOM™ (EVOM-MT-03-01), l’elettrodo TEER EndOhm e supporti permeabili per colture cellulari, questa nota applicativa descrive come valutare in modo non invasivo l’integrità della barriera endoteliale dopo il trattamento con citochine e fornisce un metodo per identificare composti vasoattivi potenzialmente in grado di indurre danni vascolari. Gli studi sulla permeabilità ai composti traccianti vengono associati alla valutazione TEER per chiarire gli effetti del trattamento sia sulle giunzioni intercellulari sia sul trasporto paracellulare (Fig. 1).

Nel processo del «ciclo cellulare», le cellule crescono e si dividono in due cellule figlie geneticamente identiche. È regolato da una complessa via di segnalazione che mantiene l’omeostasi cellulare regolando la divisione cellulare e la duplicazione del DNA1. D’altra parte, poiché le cellule tumorali crescono e si dividono indefinitamente, al di fuori del controllo del ciclo cellulare, si usano farmaci antimitotici per sopprimere la proliferazione anomala delle cellule tumorali2. In particolare, il nocodazolo è noto come un farmaco antimitotico rappresentativo per il trattamento del cancro e ha la caratteristica di alterare la dinamica dei microtubuli durante la divisione citoplasmatica e nucleare3,4.

La citotossicità indica il grado di danno alle cellule causato da sostanze chimiche o fattori fisici. Misurarla mediante un saggio di citotossicità è essenziale per lo sviluppo di farmaci e la ricerca biologica. Le cellule attivano vie di segnalazione complesse che causano diversi processi di morte cellulare, come l’apoptosi, la necrosi e la necroptosi. Tuttavia, la maggior parte dei saggi di citotossicità viene misurata solo al termine dell’esperimento, rendendo difficile studiare la risposta dinamica delle cellule ai farmaci.

Poiché i globuli bianchi responsabili della funzione immunitaria sono cellule in sospensione che viaggiano lungo i vasi sanguigni, negli studi di immunologia si usano spesso diverse linee cellulari in sospensione derivate dai globuli bianchi. A differenza delle cellule aderenti, lavorare con cellule in sospensione comporta che anche un lieve spostamento della piastra quando la si posiziona sul microscopio faccia galleggiare le cellule. Oltre ai problemi causati dall’instabilità della temperatura e della CO2, di fatto non è possibile monitorare le cellule in tempo reale con un microscopio tradizionale. Pertanto, per monitorare stabilmente le cellule in sospensione, è essenziale un dispositivo di imaging di cellule vive come Celloger® Mini Plus, che funziona all’interno di un incubatore1. Inoltre, con Celloger® Mini Plus la fotocamera all’interno del sistema si sposta per acquisire immagini delle cellule in più posizioni, mantenendo stabile il campione cellulare, invece di spostare un piano portaoggetti su cui è posizionata la piastra. Quando le cellule in sospensione sono state monitorate sia con Celloger® Mini Plus sia con un microscopio, le immagini acquisite con Celloger® Mini Plus sono risultate più stabili rispetto a quelle ottenute con il microscopio, con il quale diverse cellule risultavano fuori fuoco (Figura 1).