Boîte à outils de microinjection

Le système représenté comprend des composants souvent privilégiés par les chercheurs :
- MICRO-ePUMP Pompe pneumatique PicoPump avec pénétrateur cellulaire MICRO-ePORE™ intégré pour faciliter les microinjections
- SU-P1000 Tireur de Micropipettes
- M4C Support
- M3301R Micromanipulateur
- PZMTIII Microscope avec base éclairée optionnelle avec miroir articulé et caméra PRO-300 HDS optionnelle avec écran de visualisation
- E2XX Bocal de rangement pour micropipettes
- Z-MOLDS Moules pour microinjection et transplantation
- 14003-G Ciseaux à ressort Vannas
- Capillaires en verre
- 77020 Pinces en verre
- FluoroDish Boîtes de culture à fond en verre de qualité optique
Quelles que soient vos besoins, WPI propose une gamme d'équipements pour répondre à vos exigences.
Donner aux scientifiques les moyens d'agir avec des instruments fiables
Au service des scientifiques depuis plus de 50 ans, WPI propose une variété d'instruments pour la microinjection, y compris des pompes, des pipetteurs, des microscopes et plus encore. L'une de nos pompes les plus populaires pour la microinjection est la pompe pneumatique PicoPump PV850.
Le PV850, PV830, uPump et MICRO-ePUMP ont été conçus pour simplifier l'injection intracellulaire. Vous obtenez une microinjection répétable dans des volumes allant du picolitre au nanolitre. Le volume injecté est contrôlé par le diamètre intérieur de la pointe en verre, la pression et le temps.
- Le PV850 offre une pression d'éjection et de maintien. La pression de maintien empêche le remplissage inverse de la pipette par capillarité, garantissant des injections répétables.
- De plus, le PV830 dispose également d'une pression de vide qui vous permet de maintenir fermement une cellule avec une pipette pendant que vous l'injectez avec une autre.
- Le uPUMP et le MICRO-ePUMP disposent d'une source de pression intégrée, éliminant le besoin d'une alimentation en pression externe. Le MICRO-ePUMP avec pénétrateur cellulaire intégré et source de pression interne est parfait pour l'injection intracellulaire. Le pénétrateur cellulaire délivre un signal de tension très localisé à un site d'injection ciblé pour faciliter la pénétration avec un traumatisme minimal.
WPI propose un système de microinjection personnalisable avec tout ce dont vous avez besoin pour commencer. Le système de base est présenté ici. Vous trouverez ci-dessous de nombreuses options et accessoires pour personnaliser votre système.
Options
Vous pouvez personnaliser votre système en utilisant les options suivantes :
MICROSCOPES
- PZMIII Microscope Stéréo Zoom de Précision sur Support à Rail
- PZMIV Microscope Stéréo Zoom de Précision sur Support à Rail
- PZMIII-MI Microscope Stéréo avec Base Éclairée à LED et Miroir Articulé
- 504928 Support de Microscope Éclairé à LED, 12,5"
- 504929 Support de Microscope Éclairé à LED, 10,5"
- 504596 Support de Microscope Éclairé à Halogène
INJECTEUR
- PV850 PicoPompe Pneumatique avec Pression de Maintien
- PV830 PicoPompe Pneumatique avec Pression de Maintien et Vide
- uPump PicoPompe Pneumatique avec compresseur intégré
- MICRO-ePUMP avec compresseur intégré et Pénétrateur Cellulaire MICRO-ePORE™ pour faciliter les microinjections
- UMPIII UltraMicroPompe
- Nanoliter2020 Injecteur
MICROMANIPULATEUR
TIREUR
- PUL-1000 Tireur Programmable de Pipettes
- SU-P30 Tireur Vertical de Pipettes
- SU-P97 Tireur de Pipettes Flaming/Brown
- SU-P1000 Tireur de Micropipettes
ACCESSOIRES
- NanoFil Syringues Microlitres
- MicroFil pour le Remplissage des Aiguilles en Verre
- MICRO-ePORE Pénétrateur Cellulaire
- PRO-300HDS Caméra HD avec écran de visualisation
- Z-LITE-186 Source d'illumination à fibre optique avec (500186) guides lumineux bifurqués
- FluoroDish Boîtes de culture cellulaire à fond en verre de qualité optique
- Capillaires en verre
- Z-MOLDS Moules pour microinjection et transplantation
- Pipetteurs
- MicroTip Pipettes pré-étirées
- E2XX Bocal de rangement pour micropipettes
- 504134 Anneau lumineux LED
- M10 Support de manipulateur
- M-3 Base de manipulateur inclinable
- De nombreux instruments chirurgicaux, y compris :
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| Le Le système de seringue d'injection avec le plus petit volume mort au monde (2,7µL) lorsque la seringue NanoFil 10μL est utilisée avec des aiguilles WPI 33-36g. Il est livré avec différentes tailles d'aiguilles de 26 ga. à 36 ga. De nombreuses applications de recherche polyvalentes sont disponibles, y compris les kits RPE et IO. Des formes d'aiguilles personnalisées sont disponibles — émoussées, pointues, biseautées. | UMP3 est une pompe à seringue motorisée acceptant des seringues de 0,5μL à 1mL. Avec une seringue de 10μL, le volume minimum réel est de 5 à 25nL. Pour un contrôle intuitif et intelligent, l'UMP3 est combiné avec le contrôleur Micro4. | Injecteur Nanolitre contrôlé par microprocesseur NANOLITER2020 avec contrôleur SMARTouch utilise une injection par déplacement positif, éliminant le besoin d'étalonnage de la pipette. Le système utilise des micropipettes en verre. |
Références
Warmerdam, T., Schröder, F., Wit, H., & Albers, F. (n.d.). Pressions périlymphatiques et endolymphatiques pendant l'hydrops endolymphatique. European Archives of Oto-Rhino-Laryngology, 260(1), 9–11. http://doi.org/10.1007/s00405-002-0518-2
Wei, J., Song, J., Jiang, S., Zhang, G., Wheeler, D., Zhang, J., … Liu, R. (2017). Rôle de la pression intratubulaire pendant la phase ischémique dans l'insuffisance rénale aiguë. American Journal of Physiology - Renal Physiology, 312(6), F1158–F1165. http://doi.org/10.1152/ajprenal.00527.2016
Petrie, R. J., Koo, H., & Yamada, K. M. (2014). La génération d’une pression compartimentée par un piston nucléaire régule la motilité cellulaire dans une matrice 3D. Science, 345(6200), 1062–1065. http://doi.org/10.1126/science.1256965
Petrie, R. J., Koo, H., & Yamada, K. M. (2014). La génération d’une pression compartimentée par un piston nucléaire régule la motilité cellulaire dans une matrice 3D. Science (New York, N.Y.), 345(6200), 1062–5. http://doi.org/10.1126/science.1256965
Petrie, R. J., & Koo, H. (2014). Mesure directe de la pression intracellulaire. Current Protocols in Cell Biology / Editorial Board, Juan S. Bonifacino ... [et Al.], 63, 12.9.1-9. http://doi.org/10.1002/0471143030.cb1209s63
Pacella, J. J., Kameneva, M. V, Brands, J., Lipowsky, H. H., Vink, H., Lavery, L. L., & Villanueva, F. S. (2012). Modulation de la pression artériolaire pré-capillaire avec des polymères réduisant la traînée : une méthode innovante pour améliorer la perfusion microvasculaire. Microcirculation (New York, N.Y. : 1994), 19(7), 580–5. http://doi.org/10.1111/j.1549-8719.2012.00190.x
Park, J. J.-H., Boeven, J. J., Vogel, S., Leonhardt, S., Wit, H. P., & Westhofen, M. (2012). Pression hydrostatique des fluides dans l’organe vestibulaire du cobaye. European Archives of Oto-Rhino-Laryngology, 269(7), 1755–1758. http://doi.org/10.1007/s00405-011-1813-6
Pression microvasculaire hépatique lors d’un choc anaphylactique chez des rats anesthésiés. (2009). Microvascular Research, 78(2), 169–173. http://doi.org/10.1016/J.MVR.2009.06.007
Valk, W. L., Wit, H. P., & Albers, F. W. J. (2006). Rupture de la membrane de Reissner lors d’un hydropisie endolymphatique aiguë chez le cobaye : un modèle pour la maladie de Ménière ? Acta Oto-Laryngologica, 126(10), 1030–1035. http://doi.org/10.1080/00016480600621722
Kopp, R., Schwerte, T., & Pelster, B. (2005). Performance cardiaque chez le mutant zebrafish breakdance. The Journal of Experimental Biology, 208(Pt 11), 2123–34. http://doi.org/10.1242/jeb.01620
Lucitti, J. L., Tobita, K., & Keller, B. B. (2005). Hémodynamique artérielle et propriétés mécaniques après intervention circulatoire chez l'embryon de poulet. The Journal of Experimental Biology, 208, 1877–1885. http://doi.org/10.1242/jeb.01574
Comprendre la physiologie cardiovasculaire chez les larves de poisson-zèbre et de Xenopus : l’utilisation des microtechniques. (2003). Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology, 135(1), 131–145. http://doi.org/10.1016/S1095-6433(03)00044-8
Hu, N., Yost, H. J., & Clark, E. B. (2001). Morphologie cardiaque et pression artérielle chez le poisson-zèbre adulte. The Anatomical Record, 264(1), 1–12. Consulté sur http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11505366
Ishii, T., Kuwaki, T., Masuda, Y., & Fukuda, Y. (2001). Développement postnatal de la pression artérielle et du baroréflexe chez la souris. Autonomic Neuroscience : Basic & Clinical, 94(1–2), 34–41. http://doi.org/10.1016/S1566-0702(01)00339-3
Hu, N., Sedmera, D., Yost, H. J., & Clark, E. B. (2000). Structure et fonction du cœur en développement du poisson-zèbre. The Anatomical Record, 260(2), 148–57. Consulté sur http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10993952
Kelly, S. M., & Macklem, P. T. (1991). Mesure directe de la pression intracellulaire. The American Journal of Physiology, 260(June), C652–C657. http://doi.org/10.1002/0471143030.cb1209s63
Gradient proximodistal de la pression du liquide endoneurial. (1988). Experimental Neurology, 102(3), 368–370. http://doi.org/10.1016/0014-4886(88)90233-6
Tanner, C., Frambach, D. A., & Misfeldt, D. S. (1983). Transport transépithélial en culture cellulaire. Analyse théorique et expérimentale des propriétés biophysiques des dômes. Biophysical Journal, 43(2), 183–90. http://doi.org/10.1016/S0006-3495(83)84339-2
Rabito, C. A., Tchao, R., Valentich, J., & Leighton, J. (1980). Effet de l'interaction cellule-substrat sur la formation d'hémicystes par les cellules MDCK. In Vitro, 16(6), 461–8. Consulté sur http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6248454


