Se vend rapidement !
Procurez-vous le vôtre tant qu'il en reste.
Votre panier est vide
Continuer les achatsVotre panier
Total estimé
$0.00 USD
Livraison gratuite pour les commandes en ligne de plus de 50 $ ! (États-Unis uniquement. Certaines exclusions s'appliquent.) Livraison gratuite pour les commandes en ligne de plus de 50 $ ! (États-Unis uniquement. Certaines exclusions s'appliquent.)
Économisez sur EVOM™ avec les packs Corning® !
UMP3-1
Impossible de charger la disponibilité du service de retrait
Prix valables uniquement aux États-Unis, au Canada et à Porto Rico.
Avec son contrôleur numérique, l'UltraMicroPump III peut injecter de manière répétée aussi peu que 25nL. Les seringues peuvent être remplies à l'extérieur puis insérées dans la pompe ou remplies par l'avant tout en étant montées sur la pompe.
Compatible avec toutes les seringues en verre microlitre commercialement disponibles majeures telles que : NanoFil de WPI™, Hamilton, SGE et ILS.
**Pour une expérience optimale sans fuite de gaz et sans volume mort, découvrez la seringue NanoFil™ de WPI et aiguille système. Découvrez pourquoi notre système de seringue est un révolutionnaire pour un ciblage d'échantillon contrôlé— et un design unique en son genre.
Cliquez ici pour consulter la fiche technique actuelle.
| Code de commande | Description |
| UMP3 | Tête de pompe UMP3 seule, sans contrôleur |
| UMP3-1 | Une pompe UMP3 avec contrôleur |
| UMP3-2 | Deux pompes UMP3 avec contrôleur |
| UMP3-3 | Trois pompes UMP3 avec contrôleur |
| UMP3-4 | Quatre pompes UMP3 avec contrôleur |
| SYS-MICRO4 | Contrôleur à 4 canaux UNIQUEMENT |
REMARQUE : UMP3 La pompe à seringue de micro-injection comprend uniquement la tête de pompe. Pour plus d’informations sur le contrôleur, consultez Micro4.
Grâce à son contrôleur numérique, l’UltraMicroPump III peut distribuer seulement 600 picolitres par avance incrémentielle du piston de la seringue (avec une seringue de 0,5 μL). Les seringues peuvent être remplies à l’extérieur, puis insérées dans la pompe, ou remplies lorsqu’elles sont installées dans la pompe. Les fluides injectés ou retirés restent entièrement dans la microseringue, afin de maintenir un faible volume mort de fluide dans la micropompe.
Pour le positionnement, l’UltraMicroPump III peut être fixé à l’un des plusieurs micromanipulateurs WPI, tels que le M3301 (manuel), le DC3001 (motorisé) ou tout manipulateur stéréotaxique manuel.
Un contrôleur à microprocesseur, le MICRO4, constitue un composant essentiel du système de pompe à seringue de micro-injection UMPIII. Il fournit une interface « intelligente » et facile à utiliser pour contrôler jusqu’à quatre pompes à seringue. Les paramètres de fonctionnement se règlent à l’aide du clavier à membrane et de l’écran LCD. Le clavier permet de sélectionner les fonctions suivantes :
Les paramètres utilisateur peuvent être stockés dans la mémoire « non volatile » du contrôleur pour être rappelés instantanément à la mise sous tension de l’appareil. Un pédalier en option peut être branché sur un connecteur situé à l’arrière du contrôleur afin de permettre le démarrage et l’arrêt « mains libres ».
Un port RS-232 situé à l’arrière du contrôleur peut être utilisé pour le connecter à un ordinateur et le piloter à l’aide de programmes de commande informatique.
Le 503207 Le kit est idéal pour être utilisé avec une pompe à seringue de micro-injection UMP3, comme illustré ci-dessous.

Les images suivantes présentent différentes configurations pour la micro-injection. Gardez à l’esprit que les pièces sont interchangeables. Par exemple :


Manuel d’instructions de l’UMP3 avec MICRO4
Feuille de calcul du volume de la seringue - Utilisez cette feuille de calcul .XLS pour calculer le volume de votre seringue lorsque vous utilisez un UMP3, un DMP, un MMP ou un PV820/PV830.
| Nombre total de pas | 20 000 (course de 63 mm) |
| Volume minimal de distribution | 25 nL |
| Déplacement linéaire par pas | 3,175 μm |
| Poids | 325 g (11,5 oz) |
| Diamètres des tiges de montage | 7,9 mm (0,31 po) |
| Exigences d’alimentation du contrôleur | 2 A, 12 VCC |
| Dimensions | Ø32 mm x 190 mm (1,3 po x 7,5 po) |
La précision est multipliée par huit.
Zhou, Z., Luther, N., Singh, R., Boockvar, J. A., Souweidane, M. M., & Greenfield, J. P. (2017). Les sphéroïdes de glioblastome produisent des gliomes infiltrants dans le tronc cérébral du rat. Child’s Nervous System, 1–10. http://doi.org/10.1007/s00381-017-3344-y
Ye, H.-L., Li, D.-R., Yang, J.-S., Chen, D.-F., De Vos, S., Vuylsteke, M., … Yang, W.-J. (2017). Caractérisation moléculaire et analyses fonctionnelles d’un gène apparenté au récepteur de l’hormone de diapause chez Artemia parthénogénétique. Peptides. http://doi.org/10.1016/j.peptides.2017.01.008
Wofford, K. L., Harris, J. P., Browne, K. D., Brown, D. P., Grovola, M. R., Mietus, C. J., … Cullen, D. K. (2017). Réponse neuro-inflammatoire rapide localisée aux neurones lésés après un traumatisme crânien diffus chez le porc. Experimental Neurology, 290, 85–94. http://doi.org/10.1016/j.expneurol.2017.01.004
Qi, Y., Purtell, L., Fu, M., Zhang, L., Zolotukhin, S., Campbell, L., & Herzog, H. (2017). La réintroduction spécifique de Snord116 dans l’hypothalamus de souris autrement dépourvues de Snord116 augmente la dépense énergétique. Journal of Neuroendocrinology. http://doi.org/10.1111/jne.12457
Mosberger, A. C., Miehlbradt, J. C., Bjelopoljak, N., Schneider, M. P., Wahl, A.-S., Ineichen, B. V., … Schwab, M. E. (2017). Les neurones corticospinaux axotomisés augmentent l’innervation supralésionnelle et restent essentiels pour atteindre des objets avec précision après une pyramidotomie bilatérale. Cerebral Cortex, 137, 1716–1732. http://doi.org/10.1093/cercor/bhw405
Job, M. O., & Kuhar, M. J. (2017). Le peptide CART dans le noyau accumbens régule les psychostimulants : corrélations entre les effets des psychostimulants et du peptide CART. Neuroscience, 348, 135–142. http://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2017.02.012
Eleftheriadou, I., Dieringer, M., Poh, X. Y., Sanchez-Garrido, J., Gao, Y., Sgourou, A., … Mazarakis, N. D. (2017). Transduction sélective de sous-populations astrocytaires et neuronales du SNC par des vecteurs lentiviraux pseudotypés avec l’enveloppe du virus Chikungunya. Biomaterials, 123, 1–14. http://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2017.01.023
Augestad, I. L., Nyman, A. K. G., Costa, A. I., Barnett, S. C., Sandvig, A., Håberg, A. K., & Sandvig, I. (2017). Effets de la co-transplantation de cellules souches neurales et de cellules engainantes olfactives sur le remodelage tissulaire après une ischémie cérébrale focale transitoire chez le rat adulte. Neurochemical Research, 1–11. http://doi.org/10.1007/s11064-016-2098-3
Lin, P., Fang, Z., Liu, J., & Lee, J. H. (2016). IRM fonctionnelle optogénétique. Journal of Visualized Experiments, (110), e53346–e53346. http://doi.org/10.3791/53346
Vacca, O., El Mathari, B., Darche, M., Sahel, J.-A., Rendon, A., & Dalkara, D. (2015). Utilisation du virus adéno-associé comme outil pour étudier les barrières rétiniennes dans les maladies. Journal of Visualized Experiments, (98), e52451–e52451. http://doi.org/10.3791/52451
Lai, J., Legault, M.-A., Thomas, S., & Casanova, C. (2015). Enregistrement électrophysiologique simultané et micro-injections d’agents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs. Journal of Visualized Experiments, (101), e52271–e52271. http://doi.org/10.3791/52271
Robinson, S., & Adelman, J. S. (2015). Méthode pour réduire au silence à distance l’activité neuronale chez les rongeurs pendant des phases distinctes de l’apprentissage. Journal of Visualized Experiments, (100), e52859–e52859. http://doi.org/10.3791/52859
Platt, R. J., Chen, S., Zhou, Y., Yim, M. J., Swiech, L., Kempton, H. R., … Zhang, F. (2014). Souris knock-in CRISPR-Cas9 pour l’édition du génome et la modélisation du cancer. Cell, 159(2), 440–55. http://doi.org/10.1016/j.cell.2014.09.014
Pierce, A. M., & Keating, A. K. (2014). Création de xénogreffes intracrâniennes anatomiquement précises et reproductibles de tumeurs cérébrales humaines. Journal of Visualized Experiments, (91), e52017–e52017. http://doi.org/10.3791/52017
Paveliev, M., Kislin, M., Molotkov, D., Yuryev, M., Rauvala, H., & Khiroug, L. (2014). Traumatisme cérébral aigu chez la souris suivi d’une imagerie longitudinale à deux photons. Journal of Visualized Experiments : JoVE, (avril), 1–8. http://doi.org/10.3791/51559
Nakamura, S., Baratta, M. V., & Cooper, D. C. (2013). Méthode pour un contrôle optogénétique haute fidélité de neurones pyramidaux individuels <em>In vivo</em> Journal of Visualized Experiments, (79), e50291–e50291. http://doi.org/10.3791/50291
Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., & Scholz, J. (2013). Injection stéréotaxique d’un vecteur viral pour la manipulation conditionnelle de gènes dans la moelle épinière de la souris. Journal of Visualized Experiments, (73), e50313–e50313. http://doi.org/10.3791/50313
Hewing, N. J., Weskamp, G., Vermaat, J., Farage, E., Glomski, K., Swendeman, S., … Blobel, C. P. (2013). L’injection intravitréenne de TIMP3 ou de l’inhibiteur de l’EGFR, l’erlotinib, protège contre la rétinopathie induite par l’oxygène chez la souris. Investigative Ophthalmology & Visual Science, 54(1), 864–70. http://doi.org/10.1167/iovs.12-10954
Salt, A. N., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Piu, F., & Plontke, S. K. (2012). Pharmacocinétique périlymphatique de marqueurs et de dexaméthasone administrés et prélevés au niveau du canal semi-circulaire latéral. Journal of the Association for Research in Otolaryngology, 13(6), 771–783. http://doi.org/10.1007/s10162-012-0347-y
Nickerson, J. M., Goodman, P., Chrenek, M. A., Bernal, C. J., Berglin, L., Redmond, T. M., & Boatright, J. H. (2012). Administration sous-rétinienne et électroporation dans les yeux de souris adultes pigmentés et non pigmentés. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.), 884, 53–69. http://doi.org/10.1007/978-1-61779-848-1_4
Beier, K., & Cepko, C. (2012). Traçage viral des circuits neuronaux définis génétiquement. Journal of Visualized Experiments, (68), e4253–e4253. http://doi.org/10.3791/4253
Goel, M., Sienkiewicz, A. E., Picciani, R., Wang, J., Lee, R. K. et Bhattacharya, S. K. (2012). La cochline, la régulation de la pression intraoculaire et la mécanosensation. PloS One, 7(4), e34309. http://doi.org/10.1371/journal.pone.0034309
Abdelwahab, M. G., Sankar, T., Preul, M. C. et Scheck, A. C. (2011). Implantation intracrânienne suivie d’une imagerie bioluminescente 3D In Vivo de gliomes murins. Journal of Visualized Experiments, (57), e3403–e3403. http://doi.org/10.3791/3403
Lowery, R. L. et Majewska, A. K. (2010). Injection intracrânienne de vecteurs viraux associés à l’adénovirus. Journal of Visualized Experiments, (45), e2140–e2140. http://doi.org/10.3791/2140
Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H. et Prince, V. E. (2010). Injection intrapéritonéale chez le poisson-zèbre adulte. Journal of Visualized Experiments : JoVE, (42), e2126. http://doi.org/10.3791/2126
Molotkov, D. A., Yukin, A. Y., Afzalov, R. A. et Khiroug, L. S. (2010). Délivrance génique au cerveau de rat après la naissance par injection et électroporation plasmidiques non ventriculaires. Journal of Visualized Experiments, (43), e2244–e2244. http://doi.org/10.3791/2244
Marker, D. F., Tremblay, M.-E., Lu, S.-M., Majewska, A. K. et Gelbard, H. A. (2010). Technique de fenêtre à crâne aminci pour l’imagerie chronique à deux photons In vivo de la microglie murine dans des modèles de neuroinflammation. Journal of Visualized Experiments, (43), e2059–e2059. http://doi.org/10.3791/2059
Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. et Kinkel, M. D. (2010). La mesure de la glycémie chez le poisson-zèbre révèle la dynamique de l’homéostasie du glucose. Zebrafish, 7(2), 205–13. http://doi.org/10.1089/zeb.2009.0640
Jasnow, A. M., Rainnie, D. G., Maguschak, K. A., Chhatwal, J. P. et Ressler, K. J. (2009). Construction de lentivirus dotés de promoteurs spécifiques à certains types cellulaires pour guider optiquement les enregistrements électrophysiologiques et assurer une délivrance génique ciblée (p. 199–213). http://doi.org/10.1007/978-1-59745-559-6_13
Christiana J. Johnson, Lennart Berglin, Micah A. Chrenek, T. M. Redmond, Jeffrey H. Boatright, J. M. N. (2008). Note technique : injection sous-rétinienne et électroporation dans les yeux de souris adultes. Molecular Vission, 14, 2211–2226. Consulté à l’adresse http://www.molvis.org/molvis/v14/a259/
Takayama, K., Torashima, T., Horiuchi, H. et Hirai, H. (2008). Transduction préférentielle des cellules de Purkinje par des vecteurs lentiviraux dotés du promoteur du virus des cellules souches murines. Neuroscience Letters (vol. 443).
Torashima, T., Yamada, N., Itoh, M., Yamamoto, A. et Hirai, H. (2006). L’exposition de vecteurs lentiviraux à un pH inférieur au pH neutre déplace le tropisme des cellules de Purkinje vers la glie de Bergmann. European Journal of Neuroscience, 24(2), 371–380. http://doi.org/10.1111/j.1460-9568.2006.04927.x
Torashima, T., Okoyama, S., Nishizaki, T. et Hirai, H. (2006). Transduction in vivo des cellules de Purkinje cérébelleuses murines par des vecteurs lentiviraux dérivés du VIH. Brain Research, 1082(1), 11–22. http://doi.org/10.1016/j.brainres.2006.01.104
Dancause, N., Barbay, S., Frost, S. B., Plautz, E. J., Chen, D., Zoubina, E. V, … Nudo, R. J. (s. d.) (2005). Développement/Plasticité/Réparation : réorganisation corticale étendue après une lésion cérébrale. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.3256-05.2005
Cherezov, V., Peddi, A., Muthusubramaniam, L., Zheng, Y. F. et Caffrey, M. (2004). Système robotisé pour la cristallisation de protéines membranaires et solubles dans des mésophases lipidiques. Acta Crystallographica Section D Biological Crystallography, 60(10), 1795–1807. http://doi.org/10.1107/S0907444904019109
Bernd, A. S., Aihara, M., Lindsey, J. D. et Weinreb, R. N. (2004). Influence du poids moléculaire sur le déplacement intracamérulaire du dextran vers le segment postérieur de l’œil de souris. Investigative Opthalmology & Visual Science, 45(2), 480. http://doi.org/10.1167/iovs.03-0462
Shawgo, R. S. (2004). Activation in vivo et biocompatibilité d’un dispositif MEMS de délivrance de médicaments à micro-réservoir. Consulté le 16 novembre 2016, à partir de https://dspace.mit.edu/handle/1721.1/17678
Sturbaum, G. D., Reed, C., Hoover, P. J., Jost, B. H., Marshall, M. M. et Sterling, C. R. (2001). Détection spécifique de l’espèce par PCR nichée et polymorphisme de longueur des fragments de restriction de simples oocystes de Cryptosporidium parvum. MICROBIOLOGIE APPLIQUÉE ET ENVIRONNEMENTALE, 67(6), 2665–2668. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11375178
Nelson, B. P., Grimsrud, T. E., Liles, M. R., Goodman, R. M. et Corn, R. M. (s. d.) (2001). Mesures par imagerie de la résonance des plasmons de surface de l’adsorption de l’hybridation de l’ADN et de l’ARN sur des microréseaux d’ADN. https://doi.org/10.1021/ac0010431

15867
40500
503301
Plusieurs UGS
Plusieurs UGS
Plusieurs UGS
TBS
Les seringues ont une large gamme d'applications en laboratoire grâce à leur capacité à mesurer et distribuer avec précision des liquides. Les usages courants en laboratoire incluent le transfert de volumes précis d'échantillons liquides d'un récipient à un autre pour la dilution, le mélange, la préparation de réactifs et l'extraction d'échantillons. Vous pouvez les utiliser pour des techniques analytiques, comme la chromatographie (telle que la chromatographie liquide à haute performance (CLHP) ou la chromatographie en phase gazeuse), spectrophotométrie et titrage. Les seringues sont souvent utilisées pour le dosage précis et la distribution de réactifs lors de réactions chimiques et de processus de synthèse, ou en recherche en sciences de la vie pour aspirer des milieux, ajouter des facteurs de croissance ou des nutriments, et transférer des cellules. En recherche médicale et vétérinaire, les seringues sont utilisées pour l'injection ou la perfusion de médicaments, vaccins ou agents de contraste dans des modèles animaux ou des cultures cellulaires. Les chercheurs peuvent utiliser des seringues de laboratoire pour collecter des échantillons liquides, notamment dans la surveillance environnementale, l'analyse de la qualité de l'eau ou la collecte d'échantillons biologiques. Dans les applications microfluidiques et les systèmes lab-on-a-chip, les seringues sont parfaites pour le contrôle précis des volumes de fluide et des débits.
Se vend rapidement !
Procurez-vous le vôtre tant qu'il en reste.