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EVOM3
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Dieses Produkt wurde eingestellt. UPGRADE auf das EVOM™ MANUAL für erhöhte Genauigkeit, automatische Datenprotokollierung, Touchscreen-Oberfläche und viele neue Funktionen.
Das EVOM™ Manual ersetzt alle von WPI hergestellten manuellen TEER-Messgeräte, einschließlich EVOM3, EVOM2 und MilliCell® ERS-2, die alle eingestellt wurden.
Das EVOM-System von WPI ist in der Forschungsgemeinschaft beliebt und wird häufig zur Bewertung der Gesundheit von Säugetierzellen durch Messung des transepithelialen/transendothelialen elektrischen Widerstands (TEER oder TER) von Zellschichten verwendet.
EVOM3 arbeitet nach dem gleichen Grundprinzip wie ältere EVOM-Modelle (EVOMX, EVOM und EVOM2). Es verfügt über erweiterte Funktionen, um Experimente einfacher durchzuführen. Mit dem neuen Touchscreen-Display können Sie jetzt DATEN als Microsoft speichern® Excel-Dateien auf einem USB-Stick. Entfernen Sie einfach den Stick mit all Ihren aufgezeichneten Daten vom EVOM3 und stecken Sie ihn in einen Computer, um auf Ihre Daten zuzugreifen und sie zu plotten. So einfach, wie es klingt.
Ionen und elektrischer Strom können durch die Zellen (transzellulär) und durch den Raum zwischen benachbarten Zellen (parazellulär) transportiert werden, wie im Bild unten dargestellt.

Die gepunkteten Linien zeigen den transzellulären Weg des Ionen- oder elektrischen Stromflusses. Die durchgezogenen Linien zeigen den parazellulären Weg des Ionen- oder Stromflusses.
Elektrischer Widerstand (d.h. TEER) einer Zellschicht ist die inverse Darstellung der elektrischen Leitfähigkeit durch die Zellschicht. Ein hoher TEER-Wert der Zellschicht weist auf eine intakte Zellmonolage hin und deutet auf eine geringe oder eingeschränkte Permeabilität für Ionen und Moleküle (d.h. geringe Leitfähigkeit) hin. Ebenso deutet ein Rückgang des TEER-Werts auf eine beeinträchtigte Barrierefunktion hin und zeigt eine erhöhte Permeabilität an. Studien zur Gewebepermeabilität erfordern eine konfluente Zellschicht, und die TEER-Messung wird allgemein verwendet, um die Bildung einer konfluenten Monolage zu bestätigen.

Anfangs, 24 Stunden nach dem Besäen der Zellen im Transwell, sind die TEER-Werte in der Regel niedrig, da der Strom leicht zwischen den Zellen hindurchfließen kann. Mit der Zeit vermehren sich die Zellen und beginnen, die Lücken zu schließen. Schließlich bildet sich eine konfluente Zellmonolage. Zu diesem Zeitpunkt ist die permeable Membran vollständig mit Zellen bedeckt und lässt keinen einfachen Durchgang von elektrischem Strom mehr zu. Dies führt zu einem hohen TEER-Wert.
TEER-Werte von konfluenten Zellmonolagen können je nach Zelltyp variieren. Monolagen bestimmter Zelltypen (z. B. Zelltyp A), die normalerweise niedrige TEER-Werte zeigen, haben in der Regel relativ leckende Tight Junctions. Monolagen anderer Zelltypen (z. B. Zelltyp B) zeigen hohe TEER-Werte, und diese Zelltypen sind dafür bekannt, dichte Tight Junctions zu besitzen. Ionen und Moleküle passieren leichtere Zellschichten leichter als dichtere Zellschichten. Die Anwesenheit von mehr transzellulären Ionenkanälen auf Zellen kann den Fluss von Ionen oder elektrischem Strom durch den transzellulären Weg zusätzlich erleichtern, was die TEER-Werte weiter senken kann.

Zelltyp A lässt größere Mengen an Strom und Ionen zwischen den Zellen passieren und ergibt einen niedrigen TEER-Wert. Mit seinen dichteren Verbindungen zeigen Zellmonolagen des Typs B einen höheren TEER-Wert. Obwohl beide Monolagen konfluente Zellschichten sind, können die TEER-Widerstandswerte je nach Zelltyp deutlich unterschiedlich sein.
WPI war der Pionier bei der Einführung der vereinfachten TEER-Messtechnik mit EVOM, und bis heute ist das EVOM-System von WPI das beliebteste Gerät zur Messung von TEER-Werten in Transwells. Das EVOM3 ist die neueste Version der epithelialen Voltmeter mit mehreren fortschrittlichen Funktionen. Das EVOM3 verfügt über eine Touchscreen-Oberfläche, die die Bedienung einfach macht. Die TEER-Messung mit einem EVOM ist eine nicht-invasive Methode zur Überwachung der Zellgesundheit. Das EVOM3 mit der neuen STX2PLUS-Elektrode bietet eine genauere Probenanalyse und schnelle, einfache Datenspeicherung über einen USB-Stick.
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Für die quantitative Probenanalyse mit höherer Genauigkeit und einfacher Datenspeicherung empfiehlt sich EVOM3. Die nicht-invasive Methode der EVOM3-Messung ermöglicht die Verwendung derselben Probe für weitere experimentelle Analysen.
Hier sind drei Anwendungen, bei denen die TEER-Messung häufig verwendet wird. Bei der Messung der zellulären Barrierefunktion korreliert der Anstieg der TEER-Werte im Allgemeinen mit einer erhöhten Barrierefunktion. Ebenso kann die Erhöhung des TEER-Werts auf das Maximum anzeigen, dass die Zellschicht Konfluenz erreicht hat. Zelluläre Zytotoxizität kann durch TEER-Messung bewertet werden. Hohe TEER-Werte deuten auf eine gesündere Zellschicht hin. Wenn die Zellen absterben, können Lücken in der Zellschicht entstehen, und der TEER-Wert kann sinken.

Das EVOM-System von WPI wird umfangreich verwendet, um die Gesundheit und Funktion von in vitro 2-dimensionalen (2-D) oder 3-dimensionalen (3-D) Geweben zu untersuchen. In den letzten Jahren wurde für High-Throughput-Wirkstoffscreening und Krankheitsstudien mehr Forschung auf die Schaffung von 3-D in vitro Geweben gelegt, die in vivo Geweben ähneln und konsistente funktionelle Eigenschaften zeigen. Die TEER-Messung wird als eine der Methoden verwendet, um zu bewerten und zu vergleichen, wie genau in vitro Gewebe in vivo Gewebe konsistent nachahmen können. EVOM3 kann in 3-D in vitro Modellen wie der Blut-Hirn-Schranke (BBB), Lung Virus Infektion sowie Darm-, Nieren- und Lebergeweben verwendet werden. Der Referenzen-Abschnitt listet einige ausgewählte Publikationen auf.


Kurze Videos heben einige der wichtigsten neuen Funktionen des EVOM3 hervor. Klicken Sie auf den Ressourcen- Tab auf dieser Seite, um alle EVOM3-Videos zu sehen.
WPI bietet eine Produktlinie für das Studium der epithelialen Physiologie, einschließlich verschiedener Elektroden, der EVOM-Messgeräte und des automatisierten Robotersystems für High-Throughput-Screening (HTS). Erfahren Sie mehr über die Elektrodenoptionen im Artikel "Wie man Elektroden für TEER-Messungen auswählt."
Der EVOM3 bietet verbesserte Arbeitsabläufe, stabilere und wiederholbare Messungen im Vergleich zu herkömmlichen Trans Epithelial Electrical Resistance (TEER) Messgeräten. Er liefert den Anwendern wichtige Rückmeldungen während der Experimentmessungen. Das große Display des EVOM3 bietet verschiedene Informationsansichten. Die neuen grafischen Darstellungen für Trendanalysen und Messwerte helfen Wissenschaftlern, eine einfache, schrittweise Methodik während der experimentellen Messungen anzuwenden. Die Touchscreen-Oberfläche bietet ein intuitives, benutzerfreundliches Menü zur Konfiguration.
Der EVOM3 eliminiert die Notwendigkeit, Daten manuell zu protokollieren, indem er Widerstands- oder Spannungsinformationen im CSV-Format auf einem USB-Stick speichert, was den einfachen Transfer zu Tabellenkalkulationen und Datenanalyseprogrammen ermöglicht. In Verbindung mit dem Fußschalter erlaubt er freihändiges Aufzeichnen von Messungen.
Im Herzen des EVOM3 befindet sich unser neuester Prozessor und die Schaltung, die den Anwendern schnelle, einfache und zuverlässige Messwerte durch schnelle Stabilisierung, automatische zwanzigfache Mittelung und rauscharmes Design bietet. Die automatische Widerstandsbereichswahl ermöglicht schnelle Widerstandsmessungen, und eine Überbereichsanzeige verhindert falsche Messwerte. Der EVOM3 verfügt über einstellbare Stromstärken in drei festen Bereichen mit zwei niedrigeren Bereichen für empfindliche Membranen und hohen Widerstandsbereichen bis zu 100 KΩ.
Die STX2-PLUS Elektrode wurde für eine einfache Einsetzung in viele 24-Well-Platten entwickelt. Sie ist im Insert positionierbar für wiederholbare und konsistente Messungen. Die neuen abgeschirmten Elektroden sind jetzt so konzipiert, dass sie elektrische Störungen minimieren und leichter zu warten sind.
| Was ist im Lieferumfang des EVOM3 enthalten | MENGE |
| EVOM3 Epithelial Volt Ohm Meter | 1 |
| STX2-PLUS Elektroden-Set | 1 |
| 300749 USB-Stick 32 GB (Wird zur Speicherung verwendet. Enthält auch ein Python 3.8 Programm für die kontinuierliche digitale Überwachung eines Zielinserts). | 1 |
| 503535 USB-Kabel | 1 |
| 99673 Kalibrierkit, 1000Ω Testwiderstand | 1 |
| 803025 Netzstromkabel und Ladegerät | 1 |
| 13142 Fußschalter | 1 |
HINWEIS: Ein 99672 EVOM2 zu EVOM3 Elektrodenadapter wird separat verkauft. Für STX2, STX3 und alle STX100 ist die Verwendung dieses Adapters mit dem EVOM3 erforderlich.


Die Konfluenz einer Zellmonolage wird durch einen Anstieg oder ein Plateau im Gewebewiderstand bestimmt, der mit der einzigartigen elektronischen Schaltung des EVOM3 und der neuen STX2-PLUS Elektrode erfasst wird. Das EVOM3 misst qualitativ die Gesundheit der Zellmonolage und quantitativ die Zellkonfluenz. Das EVOM3 erzeugt einen niedrigen Wechselstrom, der Metallablagerungen an den Elektroden und negative Auswirkungen auf das Gewebe vermeidet, die durch höhere Gleichströme verursacht werden können. Das EVOM3 verwendet niedrige Ströme und Spannungen und ist für zerstörungsfreie Tests der epithelialen Monolagenkonfluenz in Zellkulturen konzipiert. Außerdem werden Widerstandsmessungen nicht durch Membrankapazität oder Membranspannung beeinflusst. Die Genauigkeit und Wiederholbarkeit des EVOM3-STX2-PLUS-Systems macht dieses Instrument ideal für Permeabilitäts-, PD- und andere detaillierte Membranstudien.
| Teilenummer | Beschreibungen |
| STX2-PLUS | Ersatz-Elektroden-Set |
| STX2* | Ersatz-Elektroden-Set (Erfordert 99672 für die Verwendung mit dem EVOM3) |
| STX3* | Verstellbares Elektroden-Set für flache Wells, 5-9 mm Tiefe |
| 3993* | 2 mm Adapter für EVOM2 |
*(Erfordert 99672 zur Verwendung mit dem EVOM3)
NEUE EndOhm-Kammern enthalten das EVOM3-Kabel 99916.
| Teilenummer | Beschreibungen |
| ENDOHM-6G | EndOhm für 6 mm Kulturbecher (24 Wells pro Platte) |
| ENDOHM-12G | EndOhm für 12 mm Kulturbecher (12 Wells pro Platte) |
| ENDOHM-24G | EndOhm für 24 mm und Costar Snapwell-Becher (6 Wells pro Platte) |
EVOM3/EVOM™ Handbuch-Upgrade herunterladen (Veröffentlicht Feb 2025)
Ja, aber der Adapter 99672 oder das neue EVOM3-Kabel 99916 wird benötigt.
Die Blank-Funktion wird verwendet, wenn Sie eine Messung abziehen möchten, die nicht von der Membran stammt, wie z. B. den Elektroden- und Flüssigkeitswiderstand.
Nein, die TEER-Messung erfordert eine Flächenberechnung. Um TEER zu berechnen, multiplizieren Sie den gemessenen Widerstand mit der entsprechenden Oberfläche (unten). Zum Beispiel misst ein 12 mm Einsatz 565 Ω, der TEER beträgt 565 Ω × 1,13 cm2 = 638,5 Ω- cm2Hier sind die allgemein anwendbaren Oberflächenbereiche für verschiedene Transwell/Insert-Formate: 6-Well-Platte (24 mm Einsätze) 4,52 cm2, 12-Well-Platte (12 mm Inserts) 1,13 cm2, 24-Well-Platte (6,5 mm Inserts) 0,33 cm2, 96-Well-Platte (4,3 mm Inserts) 0,14 cm2.
Löschen Sie alle Daten im Speicher, indem Sie die Einstellungen öffnen, das Speicher-Menü auswählen und dann „Neue Platte“ drücken, damit alle vorherigen Messwerte gelöscht werden. Kehren Sie zum Hauptbildschirm zurück, öffnen Sie den Vorschaubildschirm, wählen Sie jede Vertiefung zur Messung aus (die Auswahl wird grün), platzieren Sie die Elektrode und messen Sie. Wenn Sie mit der Messung der ausgewählten Vertiefungen fertig sind, öffnen Sie die Einstellungen, drücken Sie das Speicherbildschirm-Menü und dann „Neu speichern“, um die Plattendaten auf dem USB-Laufwerk zu speichern.
Nehmen Sie das EVOM3 nach Gebrauch aus der Laminar-Flow-Haube. Schalten Sie beim nächsten Mal die UV-Lampe in der Haube ein. Sobald die Haube durch UV desinfiziert ist, schalten Sie die UV-Lampe aus, sprühen Sie 70-100% Ethanol oder Isopropanol auf ein Papiertuch und wischen Sie das EVOM3 ab. Sprühen Sie keinen Alkohol direkt auf das EVOM3.
Die Elektrode in der Luft oder teilweise in der Flüssigkeit eingetaucht kann Striche anzeigen, da sie instabile Messwerte aufzeichnet. Der Elektroden-Spitzenbereich (Sensorbereich) muss vollständig eingetaucht bleiben. Sie können auch instabile Messwerte bemerken, wenn die Elektrodenspitze nicht vollständig eingetaucht ist. Stellen Sie sicher, dass Sie apikale und basolaterale Volumina wählen, sodass die Elektrodenspitze vollständig eingetaucht bleibt. Sie müssen apikale und basolaterale Volumina verwenden, die größer sind als vom Hersteller des Inserts vorgeschlagen. Zum Beispiel empfehlen wir für Corning-24 Well Transwell (Beispiel Corning 3470) mindestens 300 µL oben (apikal) und 850 µL unten (basolateral). [Diese Volumina sind etwas mehr als das Minimum, das für die STX2-PLUS Elektrode erforderlich ist.]
Hier sind die Schritte:

Abbildung 1: STX2-PLUS Einstellung der Elektrodenhöhe. Drehen Sie den vorderen Ring im Uhrzeigersinn, damit die Elektrode bis zur maximalen Tiefe in die Vertiefung eintauchen kann.

Abbildung 2: STX2-PLUS Elektrodenspitze und Flüssigkeitsvolumenanforderungen. Stellen Sie sicher, dass die Elektrodenspitze (rot umrandete Bereiche) an beiden Klingen während der Messung vollständig in einer leitfähigen Flüssigkeit, wie Zellkulturmedium oder Puffer, eingetaucht bleibt. Sie benötigen ausreichende apikale und basolaterale Volumina, um eine stabile Messung zu erhalten. Da STX2-PLUS aufgehängt bleibt, muss das erhöhte Volumen verwendet werden, um sicherzustellen, dass der Elektroden-Sensorbereich vollständig eingetaucht ist.
HINWEIS: Sie müssen mehr Flüssigkeitsvolumen verwenden als vom Hersteller des Inserts empfohlen. Die vom Hersteller empfohlenen Volumina reichen nicht aus, um die Elektrodenspitze vollständig einzutauchen.
[As mentioned as an example previously, for Corning-24 well Transwell (e.g., Corning 3470) we recommend using minimum 300 µL on top (apical) and 850 µL on bottom (basolateral). These volumes are a little more than the least required for STX2-PLUS electrode. You can check visually to make sure the apical and basolateral volumes are adequate to keep the electrode tips fully immersed, and then consistently use those volumes.]
Selbst wenn weiterhin instabile Messwerte oder Striche angezeigt werden, muss die Elektrode höchstwahrscheinlich chloriert werden. Das Chlorieren bedeutet, die Elektrodenenden 10-15 Minuten in 3-6% Natriumhypochlorit oder Bleichmittel einzutauchen, gefolgt von einer Spülung mit destilliertem Wasser. Dies ist Teil der STX2-PLUS-Wartung und ein kritischer Wartungsschritt. Bitte beachten Sie die Wartungsanleitung unten (Schritt 1). **
Sie können eine Änderung der Rohwiderstandswerte erwarten. Allerdings subtrahieren Sie die Blankwerte (leerer Transwell ohne Zellen) von den Probenwerten (Transwell mit Zellen). So subtrahieren Sie den Blankwert mit erhöhtem Volumen von Proben mit erhöhtem Volumen. Dadurch wird jede Widerstandsänderung, die durch das erhöhte Volumen verursacht wird, ausgeschlossen. Verwenden Sie für alle Ihre Proben in einem Experiment konsequent die gleichen Volumina.
Nachfolgend sind die Schritte aufgeführt, die für die Reinigung oder Wartung des STX2-PLUS befolgt werden können. Stellen Sie sicher, dass Sie während der Reinigung oder Wartung genügend Flüssigkeitsstand mindestens bis zur rot umrandeten Region verwenden.

1. Vor der Verwendung die Elektrode chlorieren, indem die Elektrodenenden 10-15 Minuten in 3-6% Natriumhypochlorit (Bleichmittel) eingetaucht werden. Das Chlorieren muss alle 3 Tage erfolgen, wenn die Elektroden häufig verwendet werden, oder nach mehr als einer Woche Lagerung. **
2. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen.
3. Optionaler Schritt: Kurzes Eintauchen in 70% Ethanol oder Isopropanol und kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer.
4. Elektrode für Messungen verwenden.
5. Optionaler Zwischenschritt beim Messen von Proben: Kurzes Eintauchen in 70% Ethanol oder Isopropanol und kurzes Eintauchen in DI-Wasser/Puffer.
6. Nach den Messungen die Elektrodenenden 5-10 Minuten in 70% Isopropanol oder Ethanol einweichen.
7. Mit DI-Wasser spülen. An der Luft trocknen lassen. Elektrode trocken und an einem lichtgeschützten Ort aufbewahren.
8. Bei häufiger Nutzung wöchentlich die Elektrodenenden 15 Minuten in 1% Tergazyme einweichen. Anschließend mit DI-Wasser spülen.
9. Als nächstes chlorieren, indem die Elektrodenenden 10-15 Minuten in 3-6% Natriumhypochlorit (Bleichmittel) eingetaucht werden. (Wie in Schritt #1.)
10. Mit sterilem DI-Wasser/Puffer spülen.
11. Für Messungen verwenden.
12. Wiederholen Sie ab Schritt 5.
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Halten Sie die Elektrode NICHT am Kabel. Dies kann die internen Verbindungen allmählich physisch beschädigen. |
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Halten Sie die Elektrode am markierten Bereich (Kunststoff). |
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Begrenzen Sie das Eintauchen in Flüssigkeit oder den Flüssigkeitssprühpegel irgendwo bis hierhin (maximal). Sie wollen nicht, dass die Flüssigkeit eindringt und bis zu den internen Kabeln oder Steckverbindern reicht. Sie können den Rest der Elektrode mit einem Papiertuch abwischen, das mit Isopropanol oder Ethanol besprüht wurde (nicht direkt sprühen). |
Das EVOM3 TEER-Messsystem ermöglicht Forschern, Experimente effizienter durchzuführen, indem es den Arbeitsablauf verbessert und die Stabilität sowie Genauigkeit der Messwerte gegenüber dem EVOM2 erhöht. Wenn Sie die Details lesen möchten, sehen Sie den Artikel "Warum ein EVOM3 einem EVOM2 für TEER-Messungen vorzuziehen ist."
Kompakt und leicht - Dies ist ein Vergleich zwischen dem EVOM3 und dem EVOM2. Mit weniger als 1 lb ist der EVOM3 leicht und tragbar. Er hat ein schlankes Design mit Touchscreen-Bedienoberfläche.
Intelligente Datenanzeige und Fußschaltersteuerung - Sehen Sie, wie einfach es ist, den Fußschalter einzurichten und zu verwenden, um Daten zu erfassen.
Datenspeicherung auf USB-Stick - Speichern Sie Daten als Microsoft Excel-Dateien auf dem USB-Stick mit nur einem Knopfdruck. Die Datendatei kann auf einem Computer durch Anschließen des Sticks an einen USB-Anschluss abgerufen werden.
Verbessertes Elektroden-Design - Vergleichen Sie die STX2-Elektrode mit der NEUEN STX2-PLUS-Elektrode. Die neue Elektrode steht senkrecht auf der Wellplatte und sorgt für stabile und konsistente Messwerte.
Dieses Gerät entspricht den folgenden Spezifikationen:
| Typ | Beschreibungen |
| Gewebeabtastfrequenz | 12,5 Hz |
| Probenmittelung | 20 Proben pro Sekunde |
| Widerstandsbereiche |
|
| Automatikmodus | 1 bis 100.000 Ω automatischer Strom 2 μA, 4 μA, 10 μA |
| Widerstandsauflösung | 0,1 Ω (unter 200 Ω); 1 Ω (über 200 Ω) |
| Widerstandsgenauigkeit |
|
| Spannungsauflösung | 0,001 V, 0,1 mV |
| Widerstandsgenauigkeit | 0,1 Ω (200 Ω); 1 Ω (über 200 Ω) |
| Spannungsgenauigkeit | ± 0,1 mV |
| Stromstärken |
|
| Anzeigeaktualisierungsrate | 0,5 Sekunden |
| Batterie | 3,7V Li-Ion 2500 mAh** |
| Ladezeit | 5,5 Stunden (ausgeschaltet); 6 Stunden (Betriebszeit) |
| Ladestrom | 200 mA |
| Stromverbrauch | ~250 mA |
| Zertifizierungen | CE |
** mAH bedeutet Milliamperestunden.
| Corning | Millipore | Material | Membrandurchmesser (mm) | Wachstumsoberfläche (cm²) | Membranporengröße (μm) |
| 3470 | 6.5 | 0.33 | 0.4 | ||
| 3472 | PITP01250 | 6.5 | 0.33 | 3.0 | |
| 3413 | PCF-Einsatz | 6.5 | 0.33 | 0.4 | |
| 3415 | PITP 01250 PCF-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 3.0 | |
| 3421 | 6.5 | 0.33 | 5.0 | ||
| 3422 | PIEP 01250 PCF-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 8.0 | |
| 3495 | PIHT12R48* PET-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 0.4 | |
| PIHA012 50 | HA-Einsatz | 6.5 | 0.33 | 0.45 | |
| PICM012 50 | CM-Einsatz | 6.5 | 0.33 | 0.4 | |
| 3496 | PISP12R48* PET-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 3.0 | |
| PIRP12R48* PET-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 1.0 | ||
| PIMP12R48* PET-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 5.0 | ||
| PIEP12R48* PET-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 8.0 | ||
| PIXP01250 PCF-Einsatz |
6.5 | 0.33 | 12 | ||
| PIHP01250 | 1.0 | ||||
| PITT01250 | 3.0 |
* Tri-Stützen
| Nunc | Porengröße (μm) | Kulturfläche (cm²) |
| 140620 | 0.4 | 0.47 |
| 140627 | 3.0 | 0.47 |
| 140629 | 8.0 | 0.47 |
| ThinCertTM | Membranmaterial | Porengröße [µm] | Porendichte [cm-2] | Optische Membraneigenschaften | TC-Oberflächenbehandlung/Steril | Multiwell-Platten/ThinCertTM pro Box |
| 662640 | PET | 0.4 | 1 x 108 | translucent | +/+ | 2/48 |
| 662641 | PET | 0.4 | 2 x 106 | transparent | +/+ | 2/48 |
| 662610 | PET | 1.0 | 2 x 106 | transparent | +/+ | 2/48 |
| 662630 | PET | 3.0 | 0.6 x 106 | transparent | +/+ | 2/48 |
| 662631 | PET | 3.0 | 2 x 106 | translucent | +/+ | 2/48 |
| 662638 | PET | 8.0 | 0.15 x 106 | translucent | +/+ | 2/48 |
| Millicell | Porengröße (μm) | Menge/Packung |
| MCHT24H48 | 0.4 | 48 |
| MCRP24H48 | 1.0 | 48 |
| MCSP24H48 | 3.0 | 48 |
| MCMP24H48 | 5.0 | 48 |
| MCEP24H48 | 8.0 | 48 |
| BD Falcon | Membranmaterial | Porengröße [µm] | Porendichte [cm-2] | Optische Membraneigenschaften | TC-Platte (#Wells) |
| 353095 | PET | 0.4 | 2.0 ± 0.2 x 106 | transparent | 24 |
| 353104 | PET | 1.0 | 1.6 ± 0.6 x 106 | transparent | 24 |
| 353096 | PET | 3.0 | 8 ± 2 x 105 | transparent | 24 |
| 353097 | PET | 8.0 | 6 ± 2 x 104 | translucent | 24 |
| 353495 | PET | 0.4HD | 100 ± 10 x 106 | translucent | 24 |
| 353492 | PET | 3.0HD | 2.0 ± 0.2 x 105 | translucent | 24 |
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Robinot, R., Hubert, M., de Melo, G. D., Lazarini, F., Bruel, T., Smith, N., … Chakrabarti, L. A. (2021). SARS-CoV-2-Infektion induziert die Dedifferenzierung multiziliierter Zellen und beeinträchtigt die mukoziliäre Clearance. Nature Communications 2021 12:1, 12(1), 1–16. https://doi.org/10.1038/s41467-021-24521-x
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