EVOM™ Manuelles Messgerät für TEER-Messung mit automatischer Datenprotokollierung

Die Blank-Funktion wird verwendet, wenn Sie jegliche Messung subtrahieren möchten, die nicht von der Membran stammt, wie zum Beispiel die Elektroden- und Flüssigkeitswiderstände.

Nein, die TEER-Messung erfordert eine Flächenberechnung. Um TEER zu berechnen, multiplizieren Sie den gemessenen Widerstand mit der entsprechenden Oberfläche (siehe unten). Zum Beispiel misst ein 12-mm-Einsatz 565 Ω, der TEER beträgt 565 Ω × 1,13 cm² = 638,5 Ω·cm². Hier sind die allgemein geltenden Oberflächen für verschiedene Transwell-/Einsatzformate: 6-Well-Platte (24-mm-Einsätze) 4,52 cm², 12-Well-Platte (12-mm-Einsätze) 1,13 cm², 24-Well-Platte (6,5-mm-Einsätze) 0,33 cm², 96-Well-Platte (4,3-mm-Einsätze) 0,14 cm². Für automatisierte TEER-Messungen empfehlen wir das WPI REMS Automated TEER Measurement System.

Löschen Sie alle Daten im Speicher, indem Sie die Einstellungen öffnen, das Speichermenü auswählen und dann „Neue Platte“ drücken, damit werden alle vorherigen Messwerte gelöscht. Kehren Sie zum Hauptbildschirm zurück, öffnen Sie den Vorschaubildschirm, wählen Sie jede zu messende Vertiefung aus (die Auswahl wird grün), setzen Sie die Elektrode ein und messen Sie. Wenn Sie mit dem Messen der ausgewählten Vertiefungen fertig sind, öffnen Sie die Einstellungen, drücken Sie das Speichermenü und dann „Neu speichern“, um die Plattendaten auf dem USB-Laufwerk zu speichern.

Nehmen Sie das EVOM™-Handbuch nach der Benutzung aus der Laminarhaube. Schalten Sie beim nächsten Mal die UV-Lampe in der Haube ein. Sobald die Haube durch UV desinfiziert ist, schalten Sie die UV-Lampe aus, sprühen Sie anschließend 70-100% Ethanol oder Isopropanol auf ein Papiertuch und wischen Sie das EVOM™-Handbuch ab. Sprühen Sie Alkohol nicht direkt auf das EVOM™-Handbuch.

Sie können eine Veränderung der Rohwiderstandswerte erwarten. Allerdings ziehen Sie die Leerwerte (leerer Transwell ohne Zellen) von den Probenwerten (Transwell mit Zellen) ab. Auf diese Weise subtrahieren Sie den Leerwert mit erhöhtem Volumen von Proben mit erhöhtem Volumen. Somit wird jede Widerstandsänderung, die durch das erhöhte Volumen verursacht wird, ausgeschlossen. Verwenden Sie konsequent dieselben Volumina für alle Ihre Proben in einem Experiment.

Drift – Messwerte, die über die Zeit kontinuierlich signifikant ansteigen oder abfallen (entweder Spannung oder Widerstand). Beispiel: Bei 1000 Ω steigt der Messwert um 100 Ω/Minute. (Ein Drift von 10 Ω/Minute ist akzeptabel.) Übermäßiger Drift kann durch Änderungen des pH-Werts oder der Temperatur verursacht werden oder die Elektrode muss gereinigt werden.

Es gibt einige mögliche Ursachen für diesen Drift.

• Stellen Sie sicher, dass die Elektroden vollständig in die Kulturmedienlösung eingetaucht sind und die Flüssigkeitstemperatur in der Platte durch Ausgleich auf Raumtemperatur oder Verwendung einer Plattenheizung konstant bleibt.
• Eine weitere häufige Ursache für Drift sind Ablagerungen von Bestandteilen des Zellkulturmediums an den Elektrodenspitzen.
• Die Elektrode (Spitzen) muss je nach Nutzung periodisch enzymatisch gereinigt werden (Tergazyme oder Enzol), bis zu einmal pro Woche.
• Handelektroden müssen während der Messung ebenfalls so ruhig wie möglich gehalten werden.
• Übermäßige Bewegung führt zu Schwankungen im Messwert.
• Zusätzlich führt in einer 5 % CO2-Umgebung ein Verlust von CO2 zu einer Änderung des pH-Werts des Mediums, wodurch sich der Widerstandswert ändern kann. Dies gilt hauptsächlich bei kontinuierlicher Messung über einen längeren Zeitraum (Stunden im Vergleich zu wenigen Minuten).

Es ist bekannt, dass die Temperatur die TEER-Werte beeinflusst. Wir empfehlen, eine konstante Temperatur beizubehalten, um konsistente Werte zu erhalten. Da die Messungen in Zellkulturmedien/Puffer durchgeführt werden, empfehlen wir die Verwendung eines Wasserbads mit fester Temperatur, um das während des Experiments verwendete Medium/Puffer zu erwärmen. Eine konstante Medium-/Puffertemperatur gewährleistet konstante Versuchsbedingungen. Wir empfehlen, die Wellplatte mit den auf Kultur-Inserts gewachsenen Zellen mindestens 20 Minuten vor der Messung aus dem Inkubator zu nehmen, um die Wellplatte auf Raumtemperatur zu stabilisieren. 

Wenn Sie eine EndOhm-Kammer verwenden, stellen Sie sicher, dass Sie den gleichen festen Abstand zwischen der oberen und unteren Elektrode einhalten, um konsistente Messergebnisse zu erhalten. Wenn Sie eine Stäbchenelektrode (STX2) verwenden, versuchen Sie, diese während der Messung in vertikaler Position zu halten. Die Konsistenz bei der gleichen Halteposition der Stäbchenelektroden während eines Experiments führt voraussichtlich zu konsistenten Messergebnissen.

Wir empfehlen, dieselbe Flüssigkeit mit derselben Ionen-Konzentration sowohl auf der apikalen Seite (z. B. oben an einem Zellkultur-Insert) als auch auf der basolateralen Seite (z. B. unterer Teil des Zellkultur-Inserts, das in einer Vertiefung einer 12-Well-Platte sitzt) zu verwenden. Wenn Sie während der Messung 1X PBS-Puffer auf der apikalen Seite verwenden, empfehlen wir, auch auf der basolateralen Seite 1X PBS-Puffer zu verwenden. Wir empfehlen außerdem, dass beide Flüssigkeitsspiegel (innerhalb und außerhalb der Zellkultur-Inserts) auf gleicher Höhe sind, um Druckunterschiede zu minimieren. Während der Experimente wird die apikale Vertiefung/Seite zuerst mit Flüssigkeit gefüllt, um ein Ablösen der Membran vom Filter durch hydrostatischen Druck zu verhindern.

Die Anwendung konsistenter Flüssigkeitsvolumina (Medium/Puffer) während aller Experimente reduziert die Datenvariabilität.

Das EVOM2 arbeitet nach dem Prinzip, dass sobald Sie das, was wir den „Blank“ nennen, gut messen, diese erste Widerstandsmessung die Summe aus Elektrodenwiderstand, Elektrodenabstand und dem Widerstand aufgrund des Volumens und der Molarität des flüssigen Mediums enthält. (Jegliche Ladungsunterschiede der Elektrode werden durch die EVOM2'Messmethode, die Polarität umzukehren und die Ergebnisse zu mitteln, aufgehoben.)

Die aufeinanderfolgenden periodischen Messungen des Wells sind eine Darstellung des Wachstums der Membran durch eine Widerstandsmessung, und sobald dieser Widerstandsverlauf ein Plateau erreicht hat, können wir sagen, dass die Membran konfluente ist. Das EVOM2 System funktioniert genau wie ein Spannungsklemmverstärker und Ussing-System, jedoch ohne die spezielle Ussing-Kammer.

Das EVOM2 System ist nicht so genau wie ein Ussing, aber der Zweck des EVOM2 Systems ist es festzustellen, ob eine Membran konfluente ist, nicht eine detaillierte Analyse durchzuführen. (Einige Membranpermeabilitätsanalysen können mit dem EVOM2  System untersucht werden, jedoch als prozentuale Veränderung und nicht als absoluter Wert der Veränderung.)

Mehrere experimentelle Variablen beeinflussen die TEER-Ergebnisse, wie zum Beispiel:

• Temperatur,
• Zustand und Positionierung der Elektroden,
• Zelltyp und Kulturbedingungen,
• Zusammensetzung des Mediums

Weil Zellen wachsen und eine dichte Monolage bilden. Anfangs ist der TEER nach dem Aussäen niedrig, steigt dann aber an, wenn sich die Zellen vermehren und Membranspalten bedecken, wodurch eine geschlossene Barriere entsteht.

TEER wird häufig verwendet, um die Zellbarrierefunktion und Permeabilität zu bewerten in: Studien zur Arzneimittelpermeabilität und -absorption, Blut-Hirn-Schranken-Forschung, Toxizitäts- und Zytotoxizitätstests sowie Überwachung von Gewebe- und Zellkulturen.

Nein — TEER ist nicht-invasiv. Es ermöglicht wiederholte Messungen über die Zeit, um die Integrität der Barriere zu überwachen, ohne die Zellen zu schädigen.

Hoher TEER → Starke, intakte Zellbarriere.

Niedriger TEER → Schwache oder durchlässige Zellschicht.

Bei einigen Modellen (z. B. Alveolarzellen) kann ein Puffer/Medium für eine genaue Messung erforderlich sein.

Nein. TEER ist der Widerstand, normiert auf die Zellwachstumsfläche (Ω·cm²), berechnet aus dem Rohwiderstandswert.

Halten Sie die Elektrode NICHT am Kabel. Dadurch können die internen Verbindungen allmählich beschädigt werden.

Halten Sie die Elektrode am markierten Bereich (Kunststoff).

Begrenzen Sie das Eintauchen oder Besprühen mit Flüssigkeit bis ungefähr hier (maximal). Sie möchten nicht, dass Flüssigkeit eindringt und die internen Kabel oder Anschlüsse erreicht. Sie können den Rest der Elektrode mit einem Papiertuch abwischen, das mit Isopropanol oder Ethanol besprüht wurde (nicht direkt aufsprühen).

Wenn bei 500 Ω Instabilität auftritt, springt der Messwert von 450 auf 550 Ω und stabilisiert sich nicht (eine Instabilität von ±5 Ω ist im Bereich von 500 Ω akzeptabel). In höheren Bereichen sind bis zu ±1000 Ω im 100K-Bereich akzeptabel. Elektroden, die Instabilität zeigen, benötigen möglicherweise eine enzymatische Reinigung.

• Die häufigsten Ursachen für Messwertinstabilität können behoben werden, indem die Spitzen vollständig in die Lösung eingetaucht oder eine enzymatische Reinigung durchgeführt wird.
• Die Elektrodenspitzen sind nicht vollständig in einer geeigneten leitfähigen Flüssigkeit (Medium oder Puffer) eingetaucht. Fügen Sie zusätzliche Flüssigkeit hinzu, um den Flüssigkeitsstand bis zu den Elektrodenspitzen anzuheben. (Verwenden Sie konsistente apikale und basolaterale Volumina, um vergleichbare Ergebnisse zu erzielen.) Die Elektrodenspitzen (Messbereich) können Ablagerungen von Bestandteilen des Zellkulturmediums aufweisen, dies kann durch enzymatische Reinigung behoben werden.

Ja, wir haben zwei Sets von EndOhms. Die Legacy EVOM2 EndOhms (ENDOHM-6G, ENDOHM-12G, ENDOHM-24G-SNAP) verwenden das Kabel 53330-01, und die neueren EndOhms (EVM-EL-03-01-0x), die mit dem EVOM™ Handbuch kompatibel sind, verwenden das Kabel 99916.